Análisis en tiempo real de la comunicación neuronal intestino-cerebro: dinámica del calcio en toda la corteza en respuesta a la estimulación intestinal de la glucosa

Nuestro alcance de investigación revela las comunicaciones neuronales entre el intestino y el cerebro, especialmente su papel en la preferencia alimentaria. Los experimentos con el nervio vago a menudo se han tratado como un solo paquete, pero investigaciones recientes han revelado que selecciona las propiedades y la especificidad del órgano. Así que creo que investigar sus estadísticas, ya sabes, atraerá la atención en el futuro.

Este método de fijación del catéter al intestino es adecuado a bajo costo, menos invasivo y más fácil que el método propuesto anteriormente. Tradicionalmente, la fijación del catéter al intestino se realizaba mediante sutura. En este caso, mitigamos el daño quirúrgico en ratones sustituyendo la sutura por un adhesivo de cianoacrilato.

En nuestro laboratorio, estamos explorando el mecanismo de cómo el estrés físico y psicológico afecta la comunicación neuronal entre el intestino y el cerebro en ratones. Para comenzar, use unas tijeras para cortar el tubo de silicona a una longitud precisa de siete centímetros. Con pegamento de cianocrilato, fije diminutas cuentas de plástico, aproximadamente a tres milímetros del extremo del tubo de silicona.

Extirpa el ápice de una aguja de calibre 23 y corta 1,5 centímetros de la punta de la aguja. Inserte la sección cortada de la aguja en el lado opuesto de la cuenta en el tubo de silicona. Con unos alicates, extirpe un centímetro de la punta de la aguja.

Conecte la aguja de inyección modificada de calibre 23 a una jeringa de 2,5 mililitros. Coloque un tubo de silicona de 15 centímetros sobre la aguja de inyección de calibre 23. Corta la aguja de inyección a 1,5 centímetros de la punta y conéctala al tubo de silicona.

Para comenzar, coloque el ratón anestesiado en decúbito supino sobre la mesa quirúrgica, alineando su boca cerca del aparato de inhalación. Con cinta adhesiva, asegure la cavidad bucal, las patas delanteras y las patas traseras del ratón a la mesa quirúrgica. Aplicar crema depilatoria para eliminar el vello de la parte superior izquierda del abdomen.

Haz una incisión en la piel de 1,5 centímetros en el lado derecho del abdomen y cinco milímetros por debajo de la apófisis xifoides. A continuación, haz una incisión de 1,5 centímetros en la pared abdominal en el mismo lugar que la incisión inicial en la piel. Mueva suavemente el lóbulo hepático izquierdo lateralmente con pinzas de punta roma para exponer el estómago.

Ahora, levante el estómago y retírelo suavemente a través de la incisión. Con una tijera, crea una perforación diminuta en el antro pilórico. Introduzca el extremo del catéter con una cuenta en la perforación.

Después de confirmar la fijación firme del catéter al estómago, vuelva a colocar cuidadosamente el estómago a su posición original. Suturar la pared abdominal, permitiendo que el catéter salga hacia el exterior. A continuación, cierre la incisión cutánea de forma análoga al cierre abdominal.

Limpie la región operada con una solución de gluconato de clorhexidina y coloque al ratón en una jaula desinfectada. Para empezar, asegure el ratón anestesiado en una plataforma estereotáxica utilizando barras auxiliares para los oídos para mitigar los efectos de la pulsación y la respiración. Con una afeitadora eléctrica o una crema depilatoria, retire con cuidado el vello del cuero cabelludo.

Desinfecte la superficie del cuero cabelludo con una solución de gluconato de clorhexidina al 0,1 a 0,5%. Aplique un gel anestésico local en el cuero cabelludo y espere de cinco a 10 minutos. A continuación, con unas tijeras, haz un corte recto desde la parte posterior de la cabeza hasta la frente.

Use pinzas para retirar cualquier exceso de piel que exponga el cráneo. Retire el tejido conectivo del periostio con un hisopo de algodón. Aplica inmediatamente el cemento acrílico en el cráneo y espera cinco minutos para que el cemento se seque.

Mueva el ratón bajo un microscopio estereoscópico de fluorescencia. Para la obtención de imágenes, utilice un filtro de fluorescencia azul de banda ancha en combinación con una fuente de luz de mercurio. A continuación, retire la aguja del catéter del extremo del catéter.

Purgue cualquier contenido residual dentro del catéter del lado del ratón utilizando aproximadamente 0,03 mililitros de solución salina. A continuación, retire el catéter del ratón. Aspire la dosis adecuada de solución de glucosa al 10% en la jeringa y conéctela al catéter.

En el software de imágenes, verifique el reconocimiento de la cámara y establezca la velocidad de fotogramas en 10 hercios. Establezca la resolución en 512 x 512 píxeles y la profundidad en 16 bits. Haga clic en el botón del proceso de grabación y adquiera datos espontáneos durante 50 segundos.

Finalmente, con una infusión gradual de la solución de glucosa, registre los datos del estado fisiológico del ratón. La actividad neuronal espontánea reveló oscilaciones aleatorias de calcio en toda la corteza. Los cambios en la intensidad de la fluorescencia temporal mostraron oscilaciones del calcio siguiendo un patrón de supresión de ráfagas.

La inyección de glucosa mostró cambios significativos en la dinámica del calcio cortical dentro de los cuatro a ocho segundos posteriores a la finalización de la administración de glucosa con activación inmediata en la corteza motora secundaria. Sin embargo, no se observaron cambios después de la administración del agua. En comparación con la administración de agua, se observaron cambios sustanciales en las proporciones de intensidad de fluorescencia en la región de la corteza motora secundaria después de la inyección de glucosa.

Los niveles de activación en diferentes regiones corticales después de la inyección mostraron diferencias significativas solo en la región de la corteza motora secundaria.