Name: Un método simple de flotación fecal para diagnosticar nematodos zoonóticos en condiciones de campo y laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-15T14:30:00.000+00:00
Duration: 3 min 46 s
Description: Aprende el método de flotación fecal para diagnosticar Toxocara canis y Ancylostoma spp. en perros de México. Esta técnica mejora la detección de helmintos zoonóticos en campo y laboratorio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores agradecen a la Dirección General de Asuntos del Personal Académico de la Universidad Nacional Autónoma de México por proporcionar los recursos financieros a través de la subvención PAPIIT IN218720 y a la Dra. Claudia Mendoza por otorgar la prórroga solicitada. Esta obra está dedicada a mi querida Nicole, que falleció en 2019. Siempre vivirás en mi corazón.

El uso y cuidado de los perros fue aprobado por la Universidad Nacional y Autónoma de México.
1. Recogida de muestras fecales
NOTA: Manipule al perro con la ayuda de un veterinario o del dueño del animal.
<ol><li>En el caso de perros asilvestrados (Figura 1A) o animales nerviosos, recoja muestras del suelo inmediatamente después de la defecación o no más de 10 minutos después.</li>
	<li>Lubrique los guantes quirúrgicos o las bolsas de polietileno de paredes delgadas con agua o vaselina. Para recolectar muestras fecales del recto, use guantes quirúrgicos o bolsas de polietileno de paredes delgadas.</li>
	<li>Recoja al menos 2 g de heces de cada perro (Figura 1B).</li>
	<li>Identifique las muestras fecales individuales de la siguiente manera: fecha, ubicación (coordenadas del Sistema de Posicionamiento Global [GPS] utilizando Google Maps), asigne un número de identificación para cada animal, edad aproximada del perro, sexo del perro, raza, perro de interior o exterior (asilvestrado).</li>
	<li>Cierre las bolsas que contienen la muestra fecal con un nudo apretado. Mantenga las bolsas refrigeradas (4-8 °C) si las muestras de heces no se analizan dentro de las 3-4 h posteriores a la recolección.</li>
</ol>2. Preparación de una solución salina saturada para el diagnóstico de campo
NOTA: Si el acceso a una balanza, material de medición, estufas o gas para hervir agua está ausente o limitado, la solución salina saturada se puede preparar fácilmente con agua, sal de mesa común, un vaso de plástico de 12 oz (355 ml) y una botella vacía de plástico de refresco de 1 L.
<ol><li>Lave bien una botella de refresco vacía de 1 litro. Llena la botella con 1 L de agua.</li>
	<li>Llene un vaso de plástico de 12 onzas con sal de mesa común.</li>
	<li>Transfiere la sal a la botella de refresco.</li>
	<li>Cierre bien la botella de refresco con el tapón de rosca. Agite la solución vigorosamente hasta que la sal ya no se disuelva. NOTA: Agitar la solución en la botella de refresco hasta la disolución completa de la sal puede tardar hasta 90 minutos.</li>
</ol>3. Preparación de una solución salina saturada para diagnóstico de laboratorio
<ol><li>Pesar 420 g de sal de mesa común.</li>
	<li>Disolver 420 g de sal en 1 L de agua.</li>
	<li>Hervir la solución hasta que no se disuelva más sal.</li>
	<li>Filtre la solución para desechar la sal no disuelta.</li>
	<li>Verifique la concentración de la solución usando un hidrómetro o densitómetro de fluido pesado. NOTA: La concentración ideal tiene un SpG de 1.20 para lograr mejores resultados (Figura 2A). La capacidad de flotación de un huevo está influenciada por su interacción con la solución, lo que contribuye a la capacidad variable de los huevos para flotar en soluciones con la misma gravedad específica. Por lo tanto, para lograr una recuperación óptima de los huevos, es esencial considerar el rango superior de gravedad específica en la solución de flotación, asegurando que supere el de los elementos parásitos objetivo6.</li>
</ol>4. Método de flotación
NOTA: Si las muestras fecales están demasiado secas o duras, macerarlas en un mortero.
<ol><li>Con una cuchara, coloque aproximadamente 3 g de heces en un vaso de plástico (~8,5 cm de altura y ~5,5 cm de diámetro).</li>
	<li>Añadir 1 mL de la solución salina saturada hasta obtener una pasta.</li>
	<li>Revuelva durante 1 minuto y agregue 100 ml de solución salina saturada.</li>
	<li>Pase esta suspensión a través de un colador de plástico a un segundo vaso de plástico para evitar partículas gruesas (Figura 2B).</li>
	<li>Deje reposar la suspensión durante 15-20 min.</li>
	<li>Coloque un asa de inoculación en una llama durante 1 s para asegurarse de que esté libre de huevos, quistes u ooquistes (Figura 2C).</li>
	<li>Espere 5 s para que el asa de inoculación se enfríe (Figura 2D).</li>
	<li>Tome tres gotas de la superficie de la suspensión con el asa de inoculación. Coloque cada una de las tres gotas por separado en un portaobjetos de vidrio (Figura 2E-G) NOTA: Asegúrese de que las gotas no estén en contacto entre sí (Figura 2H).</li>
	<li>Observar bajo el microscopio con un objetivo de 10x (Figura 2I). Coloque un cubreobjetos si el aumento aumenta a 40x.</li>
	<li>Cuando se observe un resultado positivo en la gota, asigne una cruz (+) en el cuaderno de laboratorio para registrar la presencia de parásitos en el período de patente en sitios aleatorios de la superficie de suspensión fecal.</li>
</ol>5. Interpretación del método de flotación
NOTA: Los resultados negativos no son concluyentes.
<ol><li>Realizar una serie de tres pruebas con muestras de 3 días consecutivos para aumentar la sensibilidad de la prueba. NOTA: Los resultados positivos indican la presencia de parásitos en el período de la patente.</li>
</ol>

Reconocimiento de lombrices intestinales zoonóticas mediante una técnica de flotación fecal

<ol><li>Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+intestinal+parasites+in+fecal+samples+and+estimation+of+parasite+contamination+from+dog+parks+in+central+Oklahoma%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology+Regional+Studies+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma.</a> Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362(2020).</li>
<li>Kisiel, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Owned+dog+ecology+and+demography+in+Villa+de+Tezontepec%2C+Hidalgo%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Preventive+Veterinary+Medicine%22%5BJournal%5D)">Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico.</a> Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).</li>
<li>Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+the+free-roaming+dog+population+and+gastrointestinal+parasite+diversity+in+Tul%C3%BAm%2C+M%C3%A9xico%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México.</a> PLoS One. 17 (10), e0276880(2022).</li>
<li>Dantas-Torres, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TROCCAP+recommendations+for+the+diagnosis%2C+prevention+and+treatment+of+parasitic+infections+in+dogs+and+cats+in+the+tropics%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics.</a> Veterinary Parasitology. 283, (2020).</li>
<li>Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+prevalence+and+abundance+of+helminth+parasites+in+stray+dogs+from+the+city+of+Quer%C3%A9taro+in+central+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Helminthology%22%5BJournal%5D)">The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico.</a> Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).</li>
<li>Torres-Chablé, O. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+gastrointestinal+parasites+in+domestic+dogs+in+Tabasco%2C+Southeastern+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Revista+Brasileira+de+Parasitologia+Veterin%C3%A1ria%22%5BJournal%5D)">Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico.</a> Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).</li>
<li>Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stray+dog+population+in+a+city+of+Southern+Mexico+and+its+impact+on+the+contamination+of+public+areas%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Medicine+International%22%5BJournal%5D)">Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas.</a> Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).</li>
<li>Rodríguez-Vivas, R. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+epidemiological+study+of+intestinal+parasites+of+dogs+from+Yucat%C3%A1n%2C+Mexico%2C+and+their+risk+to+public+health%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).</li>
<li>Maggi, R. G., Krämer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+the+occurrence+of+companion+vector-borne+diseases+in+pet+animals+in+Latin+America%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America.</a> Parasites & Vectors. 12 (1), 145(2019).</li>
<li>Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+occurrence+of+Ctenocephalides+felis+and+Ctenocephalides+canis+%28siphonaptera%3APulicidae%29+infesting+dogs+and+cats+in+an+urban+area+in+Cuernavaca%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Entomological+Society+of+America%22%5BJournal%5D)">Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico.</a> Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).</li>
<li>Bolio-Gonzalez, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+the+Dirofilaria+immitis+infection+in+dogs+from+M%C3%A9rida%2C+Yucat%C3%A1n%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico.</a> Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).</li>
<li>Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Chávez-López, S., Guzmán-Bracho, C., Olivo-Díaz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((American+visceral+leishmaniasis+in+Chiapas%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Tropical+Medicine+and+Hygiene%22%5BJournal%5D)">American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico.</a> The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).</li>
<li>Trasviña-Muñoz, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+intestinal+parasites+in+stray+dogs+from+a+farming+and+cattle+region+of+Northwestern+Wexico%5BTitle%5D)+AND+%22Pathogens%22%5BJournal%5D)">Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico.</a> Pathogens. 9 (7), (2020).</li>
<li>Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((American+Association+of+Veterinary+Parasitologists%27+review+of+veterinary+fecal+flotation+methods+and+factors+influencing+their+accuracy+and+use--is+there+really+one+best+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique.</a> Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).</li>
<li>Nielsen, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+makes+a+good+fecal+egg+count+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">What makes a good fecal egg count technique.</a> Veterinary Parasitology. 296, 109509(2021).</li>
<li>Gordon, H. M., Whitlock, H. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+counting+nematode+eggs+in+sheep+faeces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Council+for+Scientific+and+Industrial+Research%22%5BJournal%5D)">A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces.</a> Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).</li>
<li>O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+investigation+of+variables+in+a+fecal+flotation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">An investigation of variables in a fecal flotation technique.</a> Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148(1980).</li>
<li>ESCCAP. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Worm+control+in+dogs+and+cats.+Guideline+01%5BTitle%5D)+AND+%22European+Scientific+Counsel+Companion+Animal+Parasites%22%5BJournal%5D)">Worm control in dogs and cats. Guideline 01.</a> European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).</li>
<li>Cringoli, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ancylostoma+caninum%3A+Calibration+and+comparison+of+diagnostic+accuracy+of+flotation+in+tube%2C+McMaster+and+FLOTAC+in+faecal+samples+of+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs.</a> Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).</li>
<li>Figueroa, C. J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Examen+coproparasitosc%C3%B3pico.+In%3A+T%C3%A9cnicas+para+el+diagn%C3%B3stico+de+par%C3%A1sitos+con+importancia+en+salud+p%C3%BAblica+y+veterinaria%2C+Consejo+T%C3%A9cnico+Consultivo+Nacional+de+Sanidad+Animal%5BTitle%5D)+AND+%22AMPAVE-CONASA%22%5BJournal%5D)">Examen coproparasitoscópico. In: Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria, Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal.</a> AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).</li>
<li>Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+common+fecal+flotation+techniques+for+the+recovery+of+parasite+eggs+and+oocysts%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts.</a> Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).</li>
<li>Adolph, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnostic+strategies+to+reveal+covert+infections+with+intestinal+helminths+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs.</a> Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).</li>
<li>Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FLOTAC%3A+New+multivalent+techniques+for+qualitative+and+quantitative+copromicroscopic+diagnosis+of+parasites+in+animals+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans.</a> Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).</li>
<li>Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+concentration+methods+for+the+recovery+of+canine+intestinal+parasites+from+stool+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples.</a> Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).</li>
<li>Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+double+centrifugation+technique+for+the+detection+of+Anoplocephala+eggs+in+horse+faeces%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Helminthology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces.</a> Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).</li>
<li>Liccioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+double+centrifugation+sugar+fecal+flotation+for+detecting+intestinal+helminths+in+coyotes+%28Canis+latrans%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Wildlife+Diseases%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans).</a> Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).</li>
<li>Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+4+Giardia+diagnostic+tests+in+diagnosis+of+naturally+acquired+canine+chronic+subclinical+giardiasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis.</a> Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).</li>
<li>Barutzki, D., Schaper, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoparasites+in+dogs+and+cats+in+Germany+1999-2002%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology+Research%22%5BJournal%5D)">Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002.</a> Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).</li>
<li>Carlin, E. P., Tyungu, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxocara%3A+Protecting+pets+and+improving+the+lives+of+people%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people.</a> Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).</li>
<li>Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSaari%2C+S+%22Canine+parasites+and+parasitic+diseases%22">Canine parasites and parasitic diseases</a>. , Academic Press. (2019).</li>
<li>Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hookworms+of+dogs+and+cats+as+agents+of+cutaneous+larva+migrans%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans.</a> Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).</li>
<li>Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+common+fecal+flotation+techniques+for+the+recovery+of+parasite+eggs+and+oocysts%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts.</a> Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).</li>
<li>Barutzki, D., Schaper, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Results+of+parasitological+examinations+of+faecal+samples+from+cats+and+dogs+in+Germany+between+2003+and+2010%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology+Research%22%5BJournal%5D)">Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010.</a> Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).</li>
<li>Novobilský, A., Novák, J., Björkman, C., Höglund, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+meteorological+and+environmental+factors+on+the+spatial+distribution+of+Fasciola+hepatica+in+beef+cattle+herds+in+Sweden%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden.</a> BMC Veterinary Research. 11, 128(2015).</li>
<li>Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+shifts+in+parasite+distribution+with+climate+change%3A+A+multitrophic+level+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Change+Biology%22%5BJournal%5D)">Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach.</a> Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).</li>
<li>Pérez-Rodríguez, A., De La Hera, I., Fernández-González, S., Pérez-Tris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+warming+will+reshuffle+the+areas+of+high+prevalence+and+richness+of+three+genera+of+avian+blood+parasites%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Chaneg+Biology%22%5BJournal%5D)">Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites.</a> Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).</li>
<li>Nava-Castro, K., Hernández-Bello, R., Muñiz-Hernández, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+steroids%2C+immune+system%2C+and+parasitic+infections%3A+Facts+and+hypotheses%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+Of+The+New+York+Academy+Of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses.</a> Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).</li>
<li>Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuroimmunoendocrine+network+in+the+complex+host-parasite+relationship+during+murine+cysticercosis%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Topics+in+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis.</a> Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).</li>
<li>Olave-Leyva, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalencia+de+helmintos+gastrointestinales+en+perros+procedentes+del+servicio+de+salud+de+Tulancingo%2C+Hidalgo%5BTitle%5D)+AND+%22Abanico+Veterinario%22%5BJournal%5D)">Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo.</a> Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Los nematodos como T. canis y Ancylostoma spp. pueden habitar en el intestino delgado de los perros y tienen el potencial de transmitirse a los humanos. Los signos clínicos causados por T. canis son graves en perros jóvenes y se manifiestan como un crecimiento deficiente, problemas respiratorios o lesiones en el tracto digestivo28. En los perros adultos, la infección suele ser leve. El diagnóstico se basa en la identificación de huevos característicos en una muestra feca...

Los parásitos gastrointestinales son uno de los problemas de salud más comunes que afectana los perros. Las estimaciones sugieren que hay ~ 700 millones de perros domésticos en todo el mundo, y aproximadamente 175 millones pueden clasificarse como vagabundos2. Más de 60 especies deparásitos son compartidas entre perros y humanos, lo que sugiere que los perros podrían ser una fuente de infección para los humanos con estos parásitos. Toxocara canis y Ancylostoma caninum son dos especies parásitas que infectan a los perros y, accidentalmente, a los huéspedes humanos. Actualmente, existen varios estudios sobre los lugares donde estos helmintos son capaces de sobrevivir y reproducirse en México. La prevalencia de Toxocara en perros varía de 0% a más de 87% en los Estados Unidos, México, América Central y el Caribe4. Toxocara canis y Ancylostoma spp., así como otras especies parasitarias en perros, han sido reportadas previamente en México 5,6,7,8,9,10,11,12,13 (Tabla 1).
<table border="1" fo:font-size="8px" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Especies parásitas</td>
			<td>Región</td>
			<td>Prevalencia (%)</td>
			<td>Referencia</td>
		</tr><tr><td rowspan="4">Ancylostoma caninum</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>42.90</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Tabasco</td>
			<td>15.90</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>35.7 – 42.9</td>
			<td>7</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>73.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Babesia</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>13.60</td>
			<td rowspan="2">9</td>
		</tr><tr><td>Veracruz</td>
			<td>10.00</td>
		</tr><tr><td>Ooquistes coccidiales</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Ctenocefálidos</td>
			<td>Morelos</td>
			<td>30.3</td>
			<td>10</td>
		</tr><tr><td>Dipylidium caninum</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>2.30</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Dirofilaria</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>7.0 – 8.3</td>
			<td>11</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Giardia</td>
			<td>Tabasco</td>
			<td>3.00</td>
			<td>6</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>18.8</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Leishmania</td>
			<td>Chiapas</td>
			<td>19.00</td>
			<td>12</td>
		</tr><tr><td>Tenias</td>
			<td>Baja California</td>
			<td>6.79</td>
			<td>13</td>
		</tr><tr><td rowspan="2">Toxocara canis</td>
			<td>Querétaro</td>
			<td>22.10</td>
			<td>5</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>6.20</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td>Trichuris vulpis</td>
			<td>Yucatán</td>
			<td>25.40</td>
			<td>8</td>
		</tr><tr><td rowspan="6">Trypanosoma</td>
			<td>Jalisco</td>
			<td>8.10</td>
			<td rowspan="6">9</td>
		</tr><tr><td>Campeche</td>
			<td>7.60</td>
		</tr><tr><td>Chiapas</td>
			<td>4.5 – 42.8</td>
		</tr><tr><td>Quintana Roo</td>
			<td>20.1 – 21.3</td>
		</tr><tr><td>Toluca</td>
			<td>17.50</td>
		</tr><tr><td>Yucatán</td>
			<td>9.8 – 34</td>
		</tr></tbody></table>Tabla 1: Prevalencia regional (%) de parásitos caninos en México de 2001 a 2020. Los hallazgos de investigaciones previas realizadas entre 2001 y 2020 han permitido identificar la distribución del parásito canino en varios entornos urbanos y rurales de México. Estos estudios proporcionan una comprensión profunda de los elementos epidemiológicos que conducen a la persistencia de parásitos caninos en diferentes ecosistemas, contribuyendo a una evaluación integral del impacto zoonótico de algunas especies de parásitos.
Las etapas del ciclo de vida de los parásitos intestinales, como huevos, quistes, ooquistes o larvas, se pueden encontrar en muestras de heces. Por lo tanto, el examen de la materia fecal proporciona información valiosa sobre los parásitos de un animal. La necesidad de un método para detectar huevos de Ancylostomidae en heces humanas llevó al uso del frotis fecal simple en 1878, que se utilizó durante muchos años para detectar parásitos gastrointestinales, pero se consideró poco sensible. Por lo tanto, surgió la necesidad de desarrollar mejores métodos copromicroscópicos14. Han pasado más de 100 años desde que se describió por primera vez la técnica de flotación para recuperar y contar huevos de parásitos en muestras fecales15. Desde entonces, varios métodos y variantes de la técnica de flotación se han considerado un estándar para la detección de algunos parásitos en sus huéspedes.
Por ejemplo, Lane describió un método en 1924 que involucra la técnica de flotación centrífuga directa, que integra la centrifugación seguida de la flotación del sedimento en una solución saturada de cloruro de sodio con SpG 1.2 en 1 g (Lane) o 10 g (modificación de Stoll). Posteriormente, se modificó la técnica de flotación mediante el uso de soluciones con diferentes SpG14. En 1939, Gordon y Whitlock informaron de las desventajas de la técnica de Stoll debido a la interferencia de los detritos en la visualización de los huevos de parásitos y desarrollaron el método cuantitativo conocido como McMaster16. En 1979, O'Grady y Slocombe demostraron que la gravedad específica de la solución, el tiempo y el tamaño de la malla de los filtros afectan la precisión de la detección de huevos utilizando la técnica de flotación17. Durante las últimas décadas, debido a que se han realizado varias modificaciones en la técnica de flotación, existe una necesidad urgente de estandarizar los métodos de flotación. Actualmente, la detección de infecciones por helmintos caninos en el contexto de la prevención de parásitos zoonóticos es necesaria para aplicar tratamientos antihelmínticos apropiados para limitar la contaminación ambiental con estadios infecciosos de nematodos zoonóticos18.
Entre los métodos cualitativos, la técnica de flotación fecal es ampliamente utilizada y aceptada porque no requiere mucho equipo, es simple, económica y reproducible; Sin embargo, tiene un gran inconveniente y es que carece de sensibilidad cuando la intensidad de la infección es baja19. La capacidad de revelar la presencia de un mayor número de elementos parásitos como huevos, ooquistes, quistes o larvas de nematodos suele estar determinada por la densidad de la solución20.
Informes previos han comparado técnicas coproparasitológicas para la detección de huevos de nematodos caninos. Con respecto a la detección de protozoos móviles, se utilizan frotis fecales directos; mientras que los métodos de sedimentación son útiles para el diagnóstico de huevos pesados de parásitos como los trematodos21. Una de las pruebas diagnósticas de campo más utilizadas es el método del frotis fecal. Sin embargo, el bajo nivel de sensibilidad de esta técnica puede atribuirse al hecho de que contiene residuos que interfieren con la detección de huevos de parásitos. Al incorporar un paso de tamizado junto con soluciones que proporcionan la SpG adecuada, el método de flotación ofrece una observación más clara y menos desordenada de los huevos de ascáridos y anquilostomas. Esto conduce a un proceso más preciso y eficiente para el cribado microscópico22. Asimismo, las técnicas de flotación simple y flotación centrífuga directa se utilizan con mucha frecuencia para recuperar huevos y ooquistes de parásitos14. Los métodos clásicos de flotación pueden considerarse cualitativos o cuantitativos dependiendo del uso de una cámara de conteo como el método McMaster15. No obstante, dado que la técnica de flotación tiene una baja sensibilidad y se centra en la detección de parásitos en el período de la patente, los resultados negativos no deben considerarse concluyentes. Sin embargo, la precisión no solo depende del procedimiento de conservación de las muestras fecales o de la SpG de las soluciones de flotación, sino que también depende de la competencia técnica y la experiencia en la realización de exámenes fecales del usuario.
En consecuencia, se han explorado otros métodos para la detección de parásitos caninos en las heces. En general, se ha reconocido que uno de los enfoques más utilizados para el diagnóstico de las infecciones por helmintos intestinales en perros es la técnica FLOTAC, un método multivalente, sensible y preciso que produce resultados precisos y fiables para el diagnóstico de A. caninum en perros en comparación con un protocolo de flotación en un tubo y la técnica McMaster19. Artículo 23. Los métodos de sedimentación son útiles para recuperar huevos de trematodos, huevos de nematodos embrionados y la mayoría de los huevos de tenia, que no se pueden recuperar en la superficie de una solución de flotación porque estas estructuras no flotan24. Un método que ha demostrado ser superior a las técnicas de flotación/sedimentación es el método de flotación centrífuga doble modificada, ya que permite la detección de huevos de cestodos en las heces, consume menos tiempo, separa los huevos de Anoplocephala de los desechos fecales y disminuye la cristalización25. Además, esta técnica se ha utilizado con éxito para detectar huevos de ascáridos con alta sensibilidad26. Sin embargo, algunas de estas técnicas y métodos centrífugos antes mencionados, como el Ovassay, a diferencia del protocolo de flotación que proponemos en este estudio, requieren la preservación de la muestra en reactivos como el formol, kits comerciales, el procesamiento de muestras en condiciones de laboratorio y el uso de reactivos como el sulfato de zinc27, que son costosos y requieren procedimientos especiales de eliminación para evitar la toxicidad ambiental.
Recientemente se ha favorecido el uso de técnicas que aumenten la sensibilidad del método de flotación mediante la adición de soluciones con alta SpG. Sin embargo, hay que tener en cuenta que la desventaja de estas soluciones es el aumento de los residuos en la preparación final y, por tanto, la detección inexacta de los huevos del parásito. Además, la disponibilidad comercial de materiales, reactivos, costos, problemas de impacto ambiental y dificultad de uso de métodos centrífugos afectan la selección de una técnica de flotación14, lo que puede ser desafiante en condiciones de campo en contraste con el protocolo que presentamos en este trabajo. La preparación de las soluciones de flotación con sal de mesa es ventajosa sobre la utilización de azúcar porque en condiciones de campo, el azúcar atrae insectos como avispas y abejas y las preparaciones se vuelven pegajosas. Además, soluciones como el fenol, que se agrega a las soluciones de azúcar para evitar la pegajosidad, o el ZnSO4son complejas de desechar adecuadamente de acuerdo con las pautas de protección ambiental y no se pueden desechar en el campo; a diferencia de una solución de sal de mesa.
El objetivo de este manuscrito es demostrar los pasos para detectar huevos de T. canis y Ancylostoma spp. en muestras fecales utilizando una adaptación de la técnica de flotación simple en condiciones de campo y laboratorio. Siguiendo el protocolo aquí descrito y utilizando un microscopio con batería de respaldo, el diagnóstico de estos parásitos zoonóticos caninos en zonas rurales y suburbanas es posible cuando no se dispone de equipos e infraestructura de laboratorio. El método de flotación simple descrito en este trabajo puede proporcionar resultados rápidos y es una técnica no invasiva y rentable para el cribado rutinario.

<table><tbody><tr><td>3 pilas recargables AA de 1.2 V</td><td>Energizer</td><td></td><td>Se vende en tiendas minoristas</td></tr><tr><td>Quemador Bunsen</td><td>Viresa</td><td>FER-M224</td><td></td></tr><tr><td>Vaso de vidrio desechable de 12 onzas</td><td>Uline México</td><td>S-22275</td><td>Se vende en tiendas minoristas</td></tr><tr><td>Portaobjetos de vidrio</td><td>Velab, México</td><td>VEP-P20</td><td></td></tr><tr><td>Asa de inoculación</td><td>VelaQuin, México</td><td>CRM-5010PH&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio óptico</td><td>VelaQuin, México</td><td>Encendedor VE-B2</td><td></td></tr><tr><td>Bic</td><td></td><td>J25</td><td>Se vende en tiendas minoristas</td></tr><tr><td>Un vaso de plástico (12 oz)</td><td>Amazon</td><td>ASIN B08C2CRHSH</td><td>Puede ser cualquier vaso reutilizable de plástico de cocina</td></tr><tr><td>Vasos de plástico&nbsp; (tamaño de un dado o vaso de muestra de orina) diámetro 5,5 cm y altura 8,5 cm, dos tazas</td><td>Amazon</td><td>Layhit-Containers-ZYHD192919</td><td>Puede ser cualquier vaso reutilizable de plástico de cocina</td></tr><tr><td>Colador de plástico 10 cm</td><td>Ecko</td><td>ASIN B00TUAAVWI</td><td>Puede ser cualquier colador de plástico de cocina</td></tr><tr><td>Botella de refresco</td><td>Coca-Cola</td><td>1 litro</td><td>Se vende en tiendas minoristas</td></tr><tr><td>Cuchara</td><td>Amazon Basics</td><td>ASIN B00TUAAVWI</td><td>Puede ser cualquiera cuchara de cocina</td></tr><tr><td>Sal</td><td>de mesa La Fina</td><td></td><td>Se vende en tiendas minoristas</td></tr></tbody></table>

un método simple de flotación fecal para diagnosticar nematodos zoonóticos en condiciones de campo y laboratorio

A Simple Fecal Flotation Method for Diagnosing Zoonotic Nematodes Under Field and Laboratory Conditions

El diagnóstico de parásitos caninos con potencial zoonótico como Toxocara canis y Ancylostoma caninum en condiciones de campo suele ser difícil debido al acceso limitado a un laboratorio en zonas rurales y suburbanas de México. Este estudio tuvo como objetivo detectar T. canis y Ancylostoma spp. en muestras fecales colectadas de perros en México de 2017 a 2021 en condiciones de campo. El cálculo del tamaño de la muestra dio como resultado una inscripción objetivo de 534 perros en todo el país.
Las muestras se recogieron directamente del recto o del suelo después de la defecación. Las muestras se almacenaron en bolsas de plástico individuales, herméticamente cerradas, a 4 °C. Se preparó una solución saturada de cloruro de sodio (gravedad específica [SpG] 1,20) tanto en condiciones de campo como de laboratorio. Dentro de los 3 días posteriores a la recolección, se analizaron de 2 a 4 g de heces para detectar parásitos utilizando un método de flotación suspendiendo cada muestra fecal en una solución salina. Las heces se mezclaron con la solución de flotación y se trituraron con una cuchara de metal.
Una vez que se logró una consistencia uniforme, la muestra fecal se vertió en un nuevo vaso de plástico con un colador y se dejó reposar durante 10-15 minutos. Se recogieron tres gotas de la parte superior de la mezcla utilizando un asa de inoculación esterilizada. Los portaobjetos se colocaron en el microscopio y los parásitos fueron identificados por parasitólogos capacitados. Las muestras fecales de 1.055 perros se examinaron microscópicamente. El número de muestras positivas para Ancylostoma spp. fue de 833 (78,95% de frecuencia) y de 222 (21,04%) para T. canis. Estos hallazgos ilustran la importancia de identificar helmintos zoonóticos en perros que viven en zonas urbanas y rurales de México utilizando una técnica coproparasitoscópica en laboratorio y en condiciones de campo.

En este trabajo se describen los procedimientos de colecta y coproparasitoscopia para la identificación de T. canis y Ancylostoma spp. La razón detrás de la adaptación del método simple de flotación fecal para detectar huevos de helmintos caninos es que esta técnica es rentable ya que las soluciones, el equipo y los materiales son económicos. Por lo tanto, el método tiene una alta capacidad de manejo de muestras, ya que se pueden procesar múltiples muestras en un período corto. Además, el método simple ...

En este trabajo se describe el uso de un método de flotación para identificar Toxocara canis y Ancylostoma spp. detectados en muestras fecales colectadas de perros en México de 2017 a 2021 en condiciones de campo.

Un método simple de flotación fecal para diagnosticar nematodos zoonóticos en condiciones de campo y laboratorio

Diagnosis of canine parasites with zoonotic potential such as Toxocara canis and Ancylostoma caninum under field conditions is usually difficult due to ...

Actualmente, se está llevando a cabo un estudio de geolocalización a nivel nacional de los parásitos zoonóticos de los perros para poner más estrategias de control y prevención de estas enfermedades. La existencia de una gran variedad de ecosistemas en México influye en la frecuencia de infecciones parasitarias en perros. Por lo tanto, es necesario realizar un trabajo de campo e identificar estos parásitos para poder proponer pautas de desparasitación específicas de la región según la epidemiología de cada parásito.La técnica de flotación simple no es lo suficientemente sensible como para detectar ovocitos de Cryptosporidium, quistes de Giardia o tricuriasis. Proponemos un procedimiento de concentración para una mejor detección coproparasitoscópica de estos parásitos. Esta técnica puede acelerar y facilitar el diagnóstico de la infección por helmintos en perros en áreas donde no se dispone de infraestructura o equipo de laboratorio.Los hallazgos y las recomendaciones de desparasitación se pueden prescribir inmediatamente después de cada examen microscópico. Este protocolo puede ser útil para realizar exámenes fecales de rutina en condiciones de campo o laboratorio para estimar las frecuencias de infecciones por Toxocara canis y Ancylostoma en perros.

a-simple-fecal-flotation-method-for-diagnosing-zoonotic-nematodes

Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Este artículo describe los diversos procedimientos de selección para las ratas y ratones para detectar endo-o ectoparasitismo. Varios ensayos de diagnóstico se ha demostrado, tanto las que son adecuadas para su uso en animales vivos y los que se utilizan después de la eutanasia del animal. Fotografías para ayudar en la identificación de los parásitos de ratas y ratones se incluirán.

El diagnóstico de ecto y endoparásitos en ratas y ratones de laboratorio

La infección crónica por helmintos transmitidos por el suelo (STHS) provoca malabsorción, retraso del crecimiento y la emaciación en el niño en crecimiento. Por lo tanto, es plausible que estas infecciones también reducen la aptitud física de los niños. A continuación, visualizamos dos técnicas para el diagnóstico de STHS y la prueba de lanzadera de 20 metros de largo para la evaluación de la aptitud física de los niños.

La determinación de helmintos transmitidos por el suelo el estado de infección y estado físico de los niños en edad escolar

Visualización de las bacterias en los nematodos mediante microscopía de fluorescencia

Este video muestra un método para cuantificar la infección fúngica en larvas de pez cebra. Las esporas de hongos se microinyectan en el ventrículo posterior del cerebro de las larvas y las larvas se incuban para permitir el desarrollo de la infección. Las larvas infectadas se recolectan a intervalos definidos y el progreso de la infección se evalúa mediante la enumeración de las unidades formadoras de colonias.

Una técnica para cuantificar la infección fúngica en larvas de pez cebra

Los animales salvajes suelen ser parasitados por una amplia gama de helmintos. Los cuatro tipos principales de helmintos son los "gusanos redondos" (nematodos), los "gusanos de cabeza espinosa" (acantocéfalos), los "trematodos" y las "tenias" (cestodos). Aquí describimos cómo se recolectan los helmintos de un animal vertebrado y cómo se conservan e identifican taxonómicamente.

Recolección e identificación de helmintos de la vida silvestre

El objetivo de este protocolo es medir el tiempo de tránsito de fluorescencia etiquetada alimentos a través del intestino del pez cebra larval en forma de alto rendimiento.

Medida de alto rendimiento de tiempo de tránsito intestinal utilizando larvas peces cebra

Este protocolo describe un método para extraer eficientemente nematodos vivos de sustratos naturales en el campo.

Aislamiento rápido de nematodos silvestres por Baermann Funnel

Este protocolo se puede utilizar para realizar estudios ecológicos a gran escala de los nematodos Caenorhabditis . La principal ventaja de este método es la organización y el análisis eficientes de los datos ecológicos y moleculares asociados con los nematodos recogidos de la naturaleza.

Un enfoque altamente escalable para realizar estudios ecológicos de los nematodos de Caenorhabditis Selfing

Los microbios intestinales, incluidas las bacterias extracelulares y los patógenos intracelulares como el virus de Orsay y los microsporidios (hongos), a menudo se asocian con nematodos Caenorhabditis silvestres. Este artículo presenta un protocolo para detectar y cuantificar microbios que colonizan y/o infectan nematodos de C. elegans , y para medir la carga de patógenos después de infecciones controladas en el laboratorio.

Hibridación in situ de fluorescencia de ARN (FISH) para visualizar la colonización microbiana y la infección en los intestinos de Caenorhabditis elegans

Las infecciones parasitarias plantean un importante desafío de salud pública, especialmente en los países y regiones en desarrollo. En este estudio se compara un analizador automático de heces para evaluar su eficacia diagnóstica con la del método tradicional de microscopía directa de frotis húmedo.

Análisis comparativo del analizador fecal automático frente a la baciloscopia húmeda directa para la detección de infecciones parasitarias en muestras de heces

Este estudio evaluó las actividades biológicas de los extractos de Tithonia diversifolia utilizando métodos basados en radicales y un ensayo in vitro de incubación de huevos (EHA) para evaluar sus efectos sobre los nematodos gastrointestinales en pequeños rumiantes. Se describe la metodología y los hallazgos clave, destacando el potencial de estos extractos para el control de parásitos.

Evaluación de las propiedades antioxidantes y antihelmínticas de los extractos de Tithonia diversifolia contra los huevos de nematodos gastrointestinales mediante ensayos in vitro

Aprende el método de flotación fecal para diagnosticar Toxocara canis y Ancylostoma spp. en perros de México. Esta técnica mejora la detección de helmintos zoonóticos en campo y laboratorio.

Un método simple de flotación fecal para diagnosticar nematodos zoonóticos en condiciones de campo y laboratorio

Explorar más videos