Name: Medición de la colonización bacteriana en raíces de Arabidopsis thaliana en condiciones hidropónicas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-01T14:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 37 s
Description: Aprenda a medir la colonización bacteriana en raíces de Arabidopsis thaliana bajo condiciones hidropónicas. Este protocolo reproducible permite cuantificar con precisión la colonización de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal.

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Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32370135), el Programa de Innovación de la Academia China de Ciencias Agrícolas (CAAS-CSAL-202302), el Proyecto de Ciencia y Tecnología de la Escuela Vocacional de Agricultura y Silvicultura de Jiangsu (2021kj29).

1. Cultivo hidropónico estéril de A. thaliana
<ol><li>Prepara las plántulas de A. thaliana .<ol><li>Prepare el medio de cultivo de plántulas de A. thaliana , que consiste en 1/2 medio MS (Murashige y Skoog) con 2% (peso/volumen) de sacarosa y 0,9% (peso/volumen) de agar.</li>
		<li>Vierta el medio de esterilización preparado en placas de Petri cuadradas estériles (13 cm x 13 cm) antes de la solidificación. Evite secar al aire para mantener la humedad.</li>
		<li>Sumerja las semillas de A. thaliana en un tubo de microcentrífuga de 2 mL lleno con 1 mL de agua estéril a 4 °C durante más de 12 h, y luego esterilice las semillas con 1 mL de NaClO al 2% (vol/vol) durante 2 min.</li>
		<li>Lave bien las semillas con agua estéril seis veces para eliminar la solución de NaClO. Siembre las semillas en placas de Petri con medio de agar MS con una punta estéril de 1 mL.</li>
		<li>Selle las placas de Petri con cinta médica transpirable y colóquelas verticalmente en una incubadora ligera para que crezcan durante 1 semana. Ajuste la relación día/noche de la incubadora de luz a 16 h/8 h, mantenga la temperatura a 23 °C y la humedad entre el 40% y el 60%.</li>
	</ol></li>
	<li>Trasplante de A. thaliana.<ol><li>Corte agujeros de 5 mm en un tintor celular de 40 μm de tamaño de poro y estériles.</li>
		<li>Trasplante tres plantas de A. thaliana de 7 días de edad a través de los orificios de un colador de células y colóquelas en una placa de 6 pocillos que contenga 3 mL de medio líquido estéril 1/2 MS con 0.5% de sacarosa.</li>
		<li>Coloque las placas de 6 pocillos en una incubadora ligera (Figura 1A) e incube durante 10 días.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Cultivo e inoculación de bacterias
<ol><li>Prepare la suspensión bacteriana para la inoculación.<ol><li>En el caso de Bacillus velezensis, inocular las células bacterianas en un medio LB estéril e incubar a 37 °C agitando a 170 rpm hasta alcanzar un diámetro exterior de600 de 0,8-1,2.</li>
		<li>Recoja las células bacterianas por centrifugación a 6000 x g durante 2 min y vuelva a suspender las células en tampón PBS (2 mM KH2PO4, 8 mM Na2HPO4, 136 mM NaCl, 2,6 mM KCl). Repita los pasos de centrifugado y resuspensión 3 veces para eliminar el medio LB y los metabolitos bacterianos.</li>
		<li>Suspender las células bacterianas en un medio fresco de 1/2 MS a una concentración final de OD600 0,01. Inocular las suspensiones de bacterias en las placas de 6 pocillos que cultivan plántulas de A. thaliana , colocar las placas de 6 pocillos en la incubadora de luz y cultivarlas durante 2 días.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Medición de bacterias colonizadas en las raíces
<ol><li>Recolecta el tejido de la raíz y coloca las células colonizadas. NOTA: Todos los pasos deben realizarse bajo condiciones gnotobióticas<ol><li>Pesa los tubos de 2 ml y registra el peso como W0.</li>
		<li>Coseche los tejidos de la raíz de A. thaliana cocultivados y lávelos en agua estéril 3 veces. Coloca la raíz sobre papel de filtro para eliminar el exceso de agua.</li>
		<li>Coloque la raíz en el tubo de microcentrífuga pesado, pese las raíces junto con el tubo y regístrelo como W1.</li>
		<li>Agregue 1 mL de PBS a cada tubo y haga vórtice los tubos durante 8 min a la velocidad máxima.</li>
		<li>Diluir las suspensiones con las células bacterianas colonizadas por las raíces recolectadas a 1 x 10-1-1 x 10-4 (de acuerdo con la capacidad de colonización de las bacterias). Extienda las suspensiones bacterianas diluidas en placas que contengan medio de agar LB e incube a 37 °C durante 10 h.</li>
	</ol></li>
	<li>Cuente las colonias y normalice los datos.<ol><li>Cuente las colonias bacterianas en placas LB.</li>
		<li>Calcular las UFCs según la dilución correspondiente y normalizar los datos con el peso fresco de la raíz (W1-W 0). Los resultados finales indican el recuento de células bacterianas colonizadas por gramo de raíz a los 2 días después de la inoculación (Figura 1B).</li>
	</ol></li>
</ol>

Detección de colonización rizobacteriana en Arabidopsis thaliana

<ol><li>Wang, B., Wan, C., Zeng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colonization+on+cotton+plants+with+a+GFP+labeled+strain+of+Bacillus+axarquiensis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Colonization on cotton plants with a GFP labeled strain of Bacillus axarquiensis.</a> Curr Microbiol. 77 (10), 3085-3094 (2020).</li>
<li>Zhai, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genetic+tool+for+production+of+GFP-expressing+Rhodopseudomonaspalustris+for+visualization+of+bacterial+colonization%5BTitle%5D)+AND+%22AMB+Express%22%5BJournal%5D)">A genetic tool for production of GFP-expressing Rhodopseudomonaspalustris for visualization of bacterial colonization.</a> AMB Express. 9 (1), 141(2019).</li>
<li>Synek, L., Rawat, A., L'Haridon, F., Weisskopf, L., Saad, M. M., Hirt, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+strategies+of+plant+colonization+by+beneficial+endophytic+Enterobacter+sp.+SA187%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Multiple strategies of plant colonization by beneficial endophytic Enterobacter sp. SA187.</a> Environ Microbiol. 23 (10), 6223-6240 (2021).</li>
<li>Zhang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+velezensis+tolerance+to+the+induced+oxidative+stress+in+root+colonization+contributed+by+the+two-component+regulatory+system+sensor+ResE%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Environ%22%5BJournal%5D)">Bacillus velezensis tolerance to the induced oxidative stress in root colonization contributed by the two-component regulatory system sensor ResE.</a> Plant Cell Environ. 44 (9), 3094-3102 (2021).</li>
<li>Liu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+commensal+type+VII+secretion+system+causes+iron+leakage+from+roots+to+promote+colonization%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Plant commensal type VII secretion system causes iron leakage from roots to promote colonization.</a> Nat Microbiol. 8 (8), 1434-1449 (2023).</li>
<li>Feng, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+chemotaxis+compounds+in+root+exudates+and+their+sensing+chemoreceptors+in+plant-growth-promoting+Rhizobacteria+Bacillus+amyloliquefaciens+SQR9%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Plant+Microbe+Interact%22%5BJournal%5D)">Identification of chemotaxis compounds in root exudates and their sensing chemoreceptors in plant-growth-promoting Rhizobacteria Bacillus amyloliquefaciens SQR9.</a> Mol Plant Microbe Interact. 31, 995-1005 (2018).</li>
<li>Woo, S. L., Hermosa, R., Lorito, M., Monte, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trichoderma%3A+a+multipurpose%2C+plant-beneficial+microorganism+for+eco-sustainable+agriculture%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Trichoderma: a multipurpose, plant-beneficial microorganism for eco-sustainable agriculture.</a> Nat Rev Microbiol. 21 (5), 312-326 (2023).</li>
<li>Nongkhlaw, F. M., Joshi, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+study+on+colonization+and+antimicrobial+property+of+endophytic+bacteria+associated+with+ethnomedicinal+plants+of+Meghalaya%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc+Ultrastruct%22%5BJournal%5D)">Microscopic study on colonization and antimicrobial property of endophytic bacteria associated with ethnomedicinal plants of Meghalaya.</a> J Microsc Ultrastruct. 5 (3), 132-139 (2017).</li>
<li>Ravelo-Ortega, G., Raya-González, J., López-Bucio, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compounds+from+rhizosphere+microbes+that+promote+plant+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Compounds from rhizosphere microbes that promote plant growth.</a> Curr Opin Plant Biol. 73, 1369-5266 (2023).</li>
<li>Schulz-Bohm, K., Gerards, S., Hundscheid, M., Melenhorst, J., de Boer, W., Garbeva, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calling+from+distance%3A+attraction+of+soil+bacteria+by+plant+root+volatiles%5BTitle%5D)+AND+%22ISME+J%22%5BJournal%5D)">Calling from distance: attraction of soil bacteria by plant root volatiles.</a> ISME J. 12 (5), 1252-1262 (2018).</li>
<li>Sharifi, R., Lee, S. M., Ryu, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbe-induced+plant+volatiles%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytol%22%5BJournal%5D)">Microbe-induced plant volatiles.</a> New Phytol. 220 (3), 684-691 (2018).</li>
<li>Eckshtain-Levi, N., Harris, S. L., Roscios, R. Q., Shank, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+community+members+increase+Bacillus+subtilis+maintenance+on+the+roots+of+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22Phytobiomes+J%22%5BJournal%5D)">Bacterial community members increase Bacillus subtilis maintenance on the roots of Arabidopsis thaliana.</a> Phytobiomes J. 4, 303-313 (2020).</li>
<li>Liu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Root+colonization+by+beneficial+rhizobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Root colonization by beneficial rhizobacteria.</a> FEMS Microbiol Rev. 48, (2024).</li>
<li>Yahya, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+root+exudation+and+architecture+for+improved+growth+of+wheat+mediated+by+phosphate+solubilizing+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Differential root exudation and architecture for improved growth of wheat mediated by phosphate solubilizing bacteria.</a> Front Microbiol. 12, 744094(2021).</li>
<li>Husna, K. B. -E., Won, M. -H., Jeong, M. -I., Oh, K. -K., Park, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+genomic+insight+of+surfactin-producing+Bacillus+velezensis+and+its+biocontrol+potential+against+pathogenic+contamination+in+lettuce+hydroponics%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Sci+Pollut+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Characterization and genomic insight of surfactin-producing Bacillus velezensis and its biocontrol potential against pathogenic contamination in lettuce hydroponics.</a> Environ Sci Pollut Res Int. 30 (58), 121487-121500 (2023).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen conflictos de intereses con el contenido de este artículo.

Para lograr una buena reproducibilidad, hay cuatro pasos críticos para el proceso de detección de colonización de este protocolo. En primer lugar, es necesario asegurarse de que el número de células bacterianas inoculadas sea exactamente el mismo en cada experimento. En segundo lugar, también es necesario controlar la intensidad de limpieza de las bacterias no colonizadas con agua estéril. En tercer lugar, cada proceso de dilución de la muestra debe ser vertiginado antes de realizarse para que la muestra esté en un estado de mezcla completo para evitar los errores de absorción debido a las características de las bacterias que son fáciles de hundir en el tubo de microcentrífuga. Por lo tanto, recomendamos utilizar un instrumento de vórtice para mezclar la suspensión bacteriana antes de cada absorción. En cuarto lugar, la asepsia debe garantizarse estrictamente durante todas las operaciones que utilicen este método para evitar cualquier posibilidad de contaminación. 
Este método se utiliza para determinar las bacterias colonizadas en la superficie de la raíz. Excepto las bacterias de la superficie de la raíz, las bacterias endófitas y los hongos que también colonizan la rizosfera de la planta7. La capacidad de colonización de las bacterias endófitas aún se puede detectar utilizando el protocolo descrito en este artículo, pero el tejido de la raíz debe molerse para liberar bacterias endófitas. Sin embargo, los hongos endófitos son diferentes de las bacterias. La mayoría de los métodos convencionales utilizan la microscopía electrónica de transmisión (TEM) para observar el crecimiento de las hifas, que es un método de detección cualitativa similar a las bacterias fluorescentes de marcaje para la visualización8. 
Al comparar la colonización de diferentes cepas, no deben inocularse en una placa de 6 pocillos para evitar la influencia de los compuestos volátiles bacterianos9 y los compuestos volátiles de las plantas10,11. Elegimos 2 días después de la inoculación para la detección de raíz porque la colonización de SQR9 alcanzó el máximo entre 2 y 4 días; El tiempo de detección de la colonización bacteriana se puede ajustar según las cepas.
En comparación con otros métodos descritos, este método es preciso y fácil de operar. Por ejemplo, el método descrito por Noam et al. hace que la arabidopsis cultivada sólidamente sea inoculada con bacterias inmediatamente cuando se trasplanta a la condición hidropónica12,13. Aquí, proponemos que las bacterias deben ser inoculadas a la rizosfera después de varios días de trasplante para evitar la influencia de la adaptación de la planta al entorno de crecimiento modificado. El método descrito en este estudio también es bueno para que las plantas liberen exudado de las raíces, lo que afecta la colonización.
Para permitir que los brotes de las plantas crezcan por separado en el aire y completamente lejos de la inmersión líquida, hicimos algunas modificaciones menores y procesamos en el tinte celular para que estuvieran disponibles para este método hidropónico. Además, este método es más adecuado para la determinación precisa de la colonización bacteriana en pequeñas cantidades, pero no para grandes cantidades de exudados radiculares recolectados en hidrocultivo14. Es importante destacar que este método es modificado con base en estudios previamente publicados 12,14,15.

Existen métodos cuantitativos y cualitativos para detectar la colonización de la rizosfera por una sola cepa bacteriana. Para el método cualitativo, se debe utilizar una cepa que exprese fluorescencia constitutivamente, y la distribución e intensidad de la fluorescencia debe examinarse con microscopía de fluorescencia o instrumentos confocales láser 1,2. Esas estrategias pueden reflejar bien la colonización bacteriana in situ3, pero no son tan precisas como los métodos tradicionales de recuento en placa en la cuantificación. Además, debido a la limitación de mostrar solo zonas radiculares parciales bajo el microscopio, a veces puede estar influenciado por un sesgo subjetivo.
Aquí, describimos un método cuantitativo, que incluye la recolección de las células bacterianas colonizadas y el recuento de las UFC bacterianas en una placa. Este método se basa en la dilución y el recubrimiento mediante el cual se pueden contar las cepas colonizadas que se eliminaron de las raíces de las plantas, y se puede calcular el número total de bacterias colonizadas en la raíz 4,5.
Primero, A. thaliana se cultivó en condiciones hidropónicas, y luego se inocularon células bacterianas en la rizosfera a una concentración final de 0.01 OD600. Los tejidos radiculares infectados se recolectaron 2 días después de la inoculación y se lavaron con agua estéril para eliminar las células bacterianas no colonizadas. Además, se recolectaron células bacterianas colonizadas en la raíz, se diluyeron en tampón salino tamponado con fosfato (PBS) y se colocaron en un medio de agar Luria-Bertani (LB). Después de la incubación a 37 °C durante 10 h, se contaron y normalizaron colonias individuales en placas LB para determinar las células bacterianas colonizadas en las raíces.
Este método es altamente aplicable, tiene buena repetibilidad y es más adecuado para la determinación precisa de la colonización bacteriana de la rizosfera.

<table><tbody><tr><td>Placa de 6 pocillos</td><td>Corning</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>Tinción de células de filtro</td><td>Solarbio</td><td>F8200-40&micro; m</td><td></td></tr><tr><td>Lector de microplacas&nbsp;</td><td>Tecan</td><td>Infinite M200 PRO</td><td></td></tr><tr><td>Murashige y Skoog medio</td><td>Hopebio</td><td>HB8469-5</td><td></td></tr><tr><td>NaClO</td><td>Alfa</td><td>L14709</td><td></td></tr><tr><td>Phytagel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8169</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri cuadrada</td><td>Ruiai Zhengte</td><td>PYM-130</td><td></td></tr><tr><td>Vortex Genie2</td><td>Scientific Industries</td><td>G560E</td><td></td></tr></tbody></table>

medición de la colonización bacteriana en raíces de arabidopsis thaliana en condiciones hidropónicas

Measuring Bacterial Colonization on Arabidopsis thaliana Roots in Hydroponic Condition

La medición de la colonización bacteriana en la raíz de Arabidopsis thaliana es uno de los experimentos más frecuentes en los estudios de interacción planta-microbio. Es necesario un método estandarizado para medir la colonización bacteriana en la rizosfera para mejorar la reproducibilidad. Primero cultivamos A. thaliana estéril en condiciones hidropónicas y luego inoculamos las células bacterianas en la rizosfera a una concentración final de OD600 de 0,01. A los 2 días después de la inoculación, el tejido de la raíz se cosechó y se lavó tres veces en agua estéril para eliminar las células bacterianas no colonizadas. A continuación, se pesaron las raíces y se recogieron por vórtice las células bacterianas colonizadas en la raíz. La suspensión celular se diluyó en un gradiente con un tampón salino tamponado con fosfato (PBS), seguido de un recubrimiento en un medio de agar Luria-Bertani (LB). Las placas se incubaron a 37 °C durante 10 h y, a continuación, se contaron y normalizaron las colonias individuales en placas LB para indicar las células bacterianas colonizadas en las raíces. Este método se utiliza para detectar la colonización bacteriana en la rizosfera en condiciones de mono-interacción, con buena reproducibilidad.

Para probar la precisión de la capacidad de colonización de bacterias detectada por este método en la rizosfera de A. thaliana, inoculamos Bacillus velezensis SQR9 WT y un mutante derivado Δ8mcp en la rizosfera de A. thaliana por separado. El Δ8mcp es un mutante que carece de todos los genes que codifican para quimiorreceptores, y tiene una colonización significativamente disminuida6. Se midió su colonización a los 2 días después de la inoculación mediante el presente ensayo de colonización radicular. Los resultados mostraron una reducción significativa de la colonización radicular de Δ8mcp, lo que indica que esta condición y método miden eficazmente la colonización bacteriana (Figura 1C).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66241/66241fig01.jpg"> Figura 1: Crecimiento de A. thaliana y colonización radicular de Bacillus velezensis SQR9 y Δ8mcp. (A) La vista superior de A. thaliana de 7 días de edad creciendo en placas de 6 pocillos con tinción celular en condición hidropónica. (B) La vista lateral de A. thaliana de 7 días de edad creciendo en placas de 6 pocillos, cada pocillo contiene 3 plántulas. (C) Colonización de B. velezensis tipo salvaje SQR9 y Δ8mcp medida utilizando el ensayo presentado. Se incluyeron seis réplicas y los datos se presentan como media ± SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66241/66241fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

La colonización de las rizobacterias promotoras del crecimiento de las plantas (PGPR) en la rizosfera es esencial para su efecto promotor del crecimiento. Es necesario estandarizar el método de detección de la colonización bacteriana de la rizosfera. Aquí, describimos un método reproducible para cuantificar la colonización bacteriana en la superficie de la raíz.

Medición de la colonización bacteriana en raíces de Arabidopsis thaliana en condiciones hidropónicas

Measuring bacterial colonization on Arabidopsis thaliana root is one of the most frequent experiments in plant-microbe interaction studies. A standardized ...

Nuestra investigación se centra en la interacción de las rizobacterias beneficiosas con las raíces de las plantas. Buscamos los mecanismos clave para potenciar la colonización de bacterias beneficiosas, mejorando así la eficiencia y la estabilidad de los fertilizantes microbianos en el campo. Los métodos para la colonización bacteriana de las raíces de las plantas se han estudiado ampliamente, pero todavía existen problemas.Por ejemplo, es difícil medir la colonización en diferentes sitios de manera distintiva, en el futuro creemos que la aplicación del microscopio y el conteo de alto rendimiento ayudarán a resolver los problemas. Nuestro protocolo es altamente aplicable con buena repetibilidad, y es más adecuado para la determinación precisa de la colonización de bacterias de la rizosfera.

measuring-bacterial-colonization-on-arabidopsis-thaliana-roots

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Entorno

Fuente: Nathoo, N., et al. Un sistema de cocultivo hidropónico para el análisis simultáneo y sistemático de las interacciones moleculares y la señalización de plantas / microbios. J. Vis. Exp. (2017).Este video demuestra un sistema de cocultivo hidropónico para estudiar las interacciones planta-bacteria en condiciones estériles. Las plántulas de plantas se transfieren a un medio de crecimiento estéril y ácido, se incuban y se inspeccionan para detectar contaminación antes de la inoculación con...

Un sistema de cocultivo para estudiar las respuestas moleculares de las plantas hospedadoras y las bacterias que interactúan

Fuente: Harris, S. L., et al. Monitorización de la colonización bacteriana y el mantenimiento en raíces de Arabidopsis thaliana en un sistema hidropónico flotante. J. Vis. Exp. (2019)Este vídeo demuestra un protocolo para monitorizar la colonización de bacterias asociadas a raíces en plántulas de Arabidopsis thaliana cultivadas en un sistema sin suelo. Tras la colonización, las bacterias son desplazadas por sonicación, luego diluidas, placadas e incubadas para formar colonias que reflejan la...

Monitorización de la colonización bacteriana de raíces de Arabidopsis thaliana en un sistema sin suelo

Source: Liu, X., et al. Bacterial Leaf Infiltration Assay for Fine Characterization of Plant Defense Responses using the Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae Pathosystem. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method to assess the bacterial load in Arabidopsis thaliana leaves infected with Pseudomonas syringae. Leaf discs from infected leaves are homogenized, serially diluted, and plated onto nutrient-rich agar to promote bacterial colony formation. Colony counts are then used to...

Assessing Pseudomonas syringae Infection Load in Arabidopsis thaliana Leaves

La cuantificación del crecimiento de patógenos es una poderosa herramienta para caracterizar diversas respuestas inmunitarias de Arabidopsis thaliana (en adelante: Arabidopsis). El método descrito aquí presenta un ensayo optimizado de infiltración de jeringas para cuantificar la Pseudomonas syringae pv. Maculicola ES4326 crecimiento en hojas adultas de Arabidopsis.

Ensayo de infiltración bacteriana de la hoja por Fine Caracterización de las respuestas de defensa de la planta utilizando el<em&gt; Thaliana-Pseudomonas syringae Arabidopsis</em&gt; Patosistema

El sistema de cocultivo hidropónico descrito soporta plantas intactas con mallas de malla metálica y las convierte en cocultivas con bacterias. El tejido de las plantas, las bacterias y las moléculas secretadas pueden ser recogidas separadamente para análisis de aguas abajo, permitiendo simultáneamente que se investiguen las respuestas moleculares tanto de los huéspedes de la planta como de los microbios o microbios que interactúan.

Un Sistema de Cultivo Hidropónico para el Análisis Simultáneo y Sistemático de Interacciones Moleculares de Plantas / Microbios y Señalización

Un método sencillo para medir y caracterizar la adherencia bacteriana a las plantas, especialmente las raíces y brotes, se describe en este artículo.

Adherencia de bacterias a las superficies de midieron en el laboratorio de la planta

Aquí describimos un ensayo de crecimiento de plantas hidropónicas para cuantificar la presencia de especies y visualizar la distribución espacial de bacterias durante la colonización inicial de las raíces vegetales y después de su transferencia a diferentes ambientes de crecimiento.

Monitoreo de la Colonización Y Mantenimiento Bacterial en Arabidopsis thaliana Roots en un Sistema Hidropónico Flotante

Utilizamos herramientas de laboratorio simples para examinar la arquitectura del sistema radicular (RSA) de Arabidopsis y Medicago. Las plántulas se cultivan hidropónicamente sobre malla y se extienden usando un pincel artístico para revelar el RSA. Las imágenes se toman mediante escaneo o una cámara de alta resolución, luego se analizan con ImageJ para mapear rasgos.

Un protocolo simple para mapear los rasgos de arquitectura del sistema radicular de la planta

Aquí, presentamos un método simple para la observación directa y la medición automatizada de las respuestas estomáticas a la invasión bacteriana en Arabidopsis thaliana. Este método aprovecha un dispositivo portátil de imágenes estomáticas, junto con una canalización de análisis de imágenes diseñada para imágenes foliares capturadas por el dispositivo.

Observación directa y medición automatizada de las respuestas estomáticas a Pseudomonas syringae pv. tomate DC3000 en Arabidopsis thaliana

La medición de los flujos de nutrientes y tóxicos en planta es esencial para el estudio de la nutrición y toxicidad de las plantas. Aquí, cubrimos los protocolos de radiotrazadores para la determinación de la afluencia y el eflujo en raíces de plantas intactas, utilizando flujos de potasio (K+) y amoníaco/amonio (NH3/NH4+) como ejemplos. Se discuten las ventajas y limitaciones de tales técnicas.

Flujos de nutrientes minerales y sustancias tóxicas de medición en plantas con Trazadores Radiactivos

Aprenda a medir la colonización bacteriana en raíces de Arabidopsis thaliana bajo condiciones hidropónicas. Este protocolo reproducible permite cuantificar con precisión la colonización de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal.

Medición de la colonización bacteriana en raíces de Arabidopsis thaliana en condiciones hidropónicas

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