Name: Inyección intracameral en ratas con bajo riesgo de efectos adversos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-05-31T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Aprende a realizar inyecciones intracamerales en ratas mediante incisión corneal central para minimizar daño tisular. Esta técnica mejora la precisión y reproducibilidad en investigación oftalmológica experimental.

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Los experimentos en el protocolo fueron aprobados por el Comité Nacional de Permisos para la ciencia animal y cumplen con la Declaración de ARVO sobre el uso de animales en la investigación oftálmica y de la visión. Para el presente estudio se utilizaron ratas hembras Sprague-Dawley, de 8 a 10 semanas de edad, y se expusieron a ciclos de luz-oscuridad de 12/12 h. Los animales se obtuvieron de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales).
1. Preparación animal
<ol><li>Preparar una mezcla anestésica de ketamina (80 mg/kg de peso corporal en 0,8 mL) y xilacina (4 mg/kg de peso corporal en 0,2 mL) e inyectarla intraperitonealmente en una sola inyección para anestesiar a las ratas.</li>
	<li>Inyectar buprenorfina analgésica (0,03 mg/kg) por vía intraperitoneal en una sola inyección.</li>
	<li>Aplique anestésico oftálmico tópico oxibuprocaína al 0,4% en ambos ojos.</li>
</ol>2. Creación de un túnel corneal autosellante
<ol><li>Estabilice el ojo sosteniendo la esclerótica superior en la línea media vertical junto a la unión córneoescleral con pinzas oftálmicas quirúrgicas.</li>
	<li>Bajo un microscopio quirúrgico, coloque una hoja de tacón de aguja estéril de 0,8 mm y 31 G en la región córnea paracentral en la línea media vertical (por encima del centro de la pupila) en una posición plana en un ángulo lo más cercano posible a la horizontal (Figura 2).</li>
	<li>En esta posición, punción de la córnea para hacer una incisión y crear un túnel largo (2-3 mm) hasta que penetre en la zona central de la cámara anterior. Evite tocar la lente (Figura 2). NOTA: Un túnel exitoso no inducirá fugas del humor acuoso ni poca profundidad de la cámara anterior.</li>
	<li>Aplique dexametasona al 0,3% y dexametasona al 0,1% en el ojo inyectado.</li>
	<li>Examine bajo microscopía de hendidura de la siguiente manera.<ol><li>Observe la profundidad de la cámara anterior del ojo inyectado en comparación con el ojo no inyectado. NOTA: La profundidad debe ser similar.</li>
		<li>Observe el cristalino del ojo inyectado en comparación con el ojo no inyectado. NOTA: La lente debe ser transparente. La opacidad puede reflejar el daño del cristalino durante el procedimiento quirúrgico.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Diagrama de cirugía ocular que muestra la incisión de la córnea; lente etiquetada, cámara anterior, cuchilla médica." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Figura 2: Representación esquemática de la cuchilla y el ángulo y la posición de la incisión. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Opción 1: Inyección intracameral de azul de tripán para evaluar el éxito de la inyección en la cámara anterior
<ol><li>Cargue 5 μL de azul de tripán en una jeringa Hamilton estéril de vidrio de 10 μL con una aguja roma de 34 G. NOTA: La inyección de azul de tripán se describe como un medio para evaluar el éxito de la inyección durante las etapas de calibración o configuración del modelo. En los entornos experimentales, la jeringa puede cargarse con una solución del compuesto elegido.</li>
	<li>Inserte la aguja de la jeringa cargada a través del túnel creado en la sección 2 hacia la cámara anterior.</li>
	<li>Inyecte y sostenga la aguja en su lugar después de la inyección durante 2-3 segundos hasta que todo el líquido se aclare.</li>
	<li>Retire la aguja tirando de ella suave y lentamente para evitar fugas del túnel corneal.</li>
	<li>Examinar bajo microscopía de hendidura. Evalúe la profundidad de la cámara anterior para excluir la superficialidad y verifique la presencia de azul de tripán en la cámara anterior.</li>
	<li>Repita el examen de hendidura después de 24 h, 48 h y 72 h.</li>
</ol>4. Opción 2: Inyección intracameral de Hoechst para evaluar la biodisponibilidad del material inyectado en la capa de células endoteliales
<ol><li>Cargue 5 μL de Hoechst en una jeringa Hamilton estéril de vidrio de 10 μL con una aguja roma de 34 G. NOTA: La inyección de Hoechst se describe como un medio para evaluar la biodisponibilidad del material inyectado por absorción en la capa de células endoteliales y es útil durante las etapas de calibración o configuración del modelo. En los entornos experimentales, la jeringa puede cargarse con una solución del compuesto elegido.</li>
	<li>Inserte la aguja de la jeringa cargada a través del túnel creado en la sección 2 hacia la cámara anterior.</li>
	<li>Inyecte y sostenga la aguja en su lugar después de la inyección durante 2-3 segundos hasta que todo el líquido se aclare.</li>
	<li>Retire la aguja tirando de ella suave y lentamente para evitar fugas de la incisión del túnel corneal.</li>
	<li>Aproximadamente 15-20 minutos después de la inyección, eutanasiar a las ratas mediante una inyección intraperitoneal de 500 mg/kg de pentobarbitona sódica.</li>
	<li>Enuclear ambos ojos y aislar las córneas. Recoja la córnea no inyectada como control.</li>
	<li>Tiñe ambas córneas con Alizarin Red S al 0,5% de acuerdo con las instrucciones del fabricante para identificar las células endoteliales.</li>
	<li>Examinar bajo un microscopio óptico para obtener imágenes de la tinción de rojo alizarina de las células endoteliales y bajo un microscopio fluorescente para observar la tinción de Hoechst, en comparación con la córnea no inyectada como control.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Técnica optimizada de inyección intracameral en ratas para reducir el daño tisular

<ol><li>Ramsay, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+and+conjunctival+drug+permeability%3A+Systematic+comparison+and+pharmacokinetic+impact+in+the+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharm+Sci%22%5BJournal%5D)">Corneal and conjunctival drug permeability: Systematic comparison and pharmacokinetic impact in the eye.</a> Eur J Pharm Sci. 119, 83-89 (2018).</li>
<li>Cholkar, K., Dasari, S. R., Pal, D., Mitra, A. K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCholkar%2C+K+%22Eye%3A+Anatomy%2C+Physiology+and+Barriers+to+Drug+Delivery.+Ocular+Transporters+and+Receptors%22">Eye: Anatomy, Physiology and Barriers to Drug Delivery. Ocular Transporters and Receptors</a>. , Elsevier, Woodhead Publishing. (2013).</li>
<li>Prausnitz, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+cornea%2C+sclera%2C+and+conjunctiva%3A+A+literature+analysis+for+drug+delivery+to+the+eye%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm+Sci%22%5BJournal%5D)">Permeability of cornea, sclera, and conjunctiva: A literature analysis for drug delivery to the eye.</a> J Pharm Sci. 87 (12), 1479-1488 (1998).</li>
<li>Varela-Fernández, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+to+the+posterior+segment+of+the+Eye%3A+Biopharmaceutic+and+pharmacokinetic+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Drug delivery to the posterior segment of the Eye: Biopharmaceutic and pharmacokinetic considerations.</a> Pharmaceutics. 12 (3), 269(2020).</li>
<li>Gautam, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+drug+delivery%3A+A+Review+of+agents%2C+indications%2C+and+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ocul+Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracameral drug delivery: A Review of agents, indications, and outcomes.</a> J Ocul Pharmacol Ther. 39 (2), 102-116 (2023).</li>
<li>Shah, T. J., Conway, M. D., Peyman, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+dexamethasone+injection+in+the+treatment+of+cataract+surgery+induced+inflammation%3A+design%2C+development%2C+and+place+in+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral dexamethasone injection in the treatment of cataract surgery induced inflammation: design, development, and place in therapy.</a> Clin Ophthalmol. 12, 2223-2235 (2018).</li>
<li>Perlman, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+human+disease%3A+An+evolutionary+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Evol+Med+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Mouse models of human disease: An evolutionary perspective.</a> Evol Med Public Health. 2016 (1), 170-176 (2016).</li>
<li>Chawla, S., Jena, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChawla%2C+S+%22The+Anatomy+and+Physiology+of+Laboratory+Rat.Essentials+of+Laboratory+Animal+Science%3A+Principles+and+Practices%22">The Anatomy and Physiology of Laboratory Rat.Essentials of Laboratory Animal Science: Principles and Practices</a>. , Springer. Singapore. (2021).</li>
<li>Lundström, M., Wejde, G., Stenevi, U., Thorburn, W., Montan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endophthalmitis+after+cataract+surgery%3A+a+nationwide+prospective+study+evaluating+incidence+in+relation+to+incision+type+and+location%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Endophthalmitis after cataract surgery: a nationwide prospective study evaluating incidence in relation to incision type and location.</a> Ophthalmology. 114 (5), 866-870 (2007).</li>
<li>Fine, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clear+corneal+incisions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Ophthalmol+Clin%22%5BJournal%5D)">Clear corneal incisions.</a> Int Ophthalmol Clin. 34 (2), 59-72 (1994).</li>
<li>Herretes, S., Stark, W. J., Pirouzmanesh, A., Reyes, J. M. G., McDonnell, P. J., Behrens, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflow+of+ocular+surface+fluid+into+the+anterior+chamber+after+phacoemulsification+through+sutureless+corneal+cataract+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Inflow of ocular surface fluid into the anterior chamber after phacoemulsification through sutureless corneal cataract wounds.</a> Am J Ophthalmol. 140 (4), 737-740 (2005).</li>
<li>Masket, S., Belani, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proper+wound+construction+to+prevent+short-term+ocular+hypotony+after+clear+corneal+incision+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Proper wound construction to prevent short-term ocular hypotony after clear corneal incision cataract surgery.</a> J Cataract Refract Surg. 33 (3), 383-386 (2007).</li>
<li>Taban, M., Rao, B., Reznik, J., Zhang, J., Chen, Z., McDonnell, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+morphology+of+sutureless+cataract+wounds+-+Effect+of+incision+angle+and+location%5BTitle%5D)+AND+%22Surv+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Dynamic morphology of sutureless cataract wounds - Effect of incision angle and location.</a> Surv Ophthalmol. 49, Suppl 2 S62-S72 (2004).</li>
<li>Belforte, N., Sande, P. H., de Zavalía, N., Dorfman, D., Rosenstein, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+benefit+of+radial+optic+neurotomy+in+a+rat+model+of+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Therapeutic benefit of radial optic neurotomy in a rat model of glaucoma.</a> PLoS One. 7 (3), e34574(2012).</li>
<li>Moreno, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+experimental+model+of+glaucoma+in+rats+through+intracameral+injections+of+hyaluronic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">A new experimental model of glaucoma in rats through intracameral injections of hyaluronic acid.</a> Exp Eye Res. 81 (1), 71-80 (2005).</li>
<li>Belforte, N., Sande, P., de Zavalía, N., Knepper, P., Rosenstein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+chondroitin+sulfate+on+intraocular+pressure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Effect of chondroitin sulfate on intraocular pressure in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (11), 5768-5775 (2010).</li>
<li>Matsumoto, Y., Kanamori, A., Nakamura, M., Negi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+chronic+glaucoma+model+induced+by+intracameral+injection+of+microbeads+suspended+in+sodium+sulfate-sodium+hyaluronate%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Rat chronic glaucoma model induced by intracameral injection of microbeads suspended in sodium sulfate-sodium hyaluronate.</a> Jpn J Ophthalmol. 58 (3), 290-297 (2014).</li>
<li>Liu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rat+model+of+ocular+hypertension+by+a+single+intracameral+injection+of+cross-linked+hyaluronic+acid+hydrogel+%28Healaflow%C2%AE+%29%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Clin+Pharmacol+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A novel rat model of ocular hypertension by a single intracameral injection of cross-linked hyaluronic acid hydrogel (Healaflow® ).</a> Basic Clin Pharmacol Toxicol. 127 (5), 361-370 (2020).</li>
<li>Bowen, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+the+safety+and+efficacy+of+intracameral+cefuroxime%2C+moxifloxacin+and+vancomycin+at+the+end+of+cataract+surgery%3A+a+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of the safety and efficacy of intracameral cefuroxime, moxifloxacin and vancomycin at the end of cataract surgery: a meta-analysis.</a> Br J Ophthalmol. 102 (9), 1268-1276 (2018).</li>
<li>Kato, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prophylactic+antibiotics+for+postcataract+surgery+endophthalmitis%3A+a+systematic+review+and+network+meta-analysis+of+6.8+million+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Prophylactic antibiotics for postcataract surgery endophthalmitis: a systematic review and network meta-analysis of 6.8 million eyes.</a> Sci Rep. 12 (1), 17416(2022).</li>
<li>Wang, M., Liu, Y., Dong, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+cefuroxime+intracameral+injection+antibiotic+prophylactic+on+postoperative+endophthalmitis+wound+post-cataract%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Wound+J%22%5BJournal%5D)">Effect of cefuroxime intracameral injection antibiotic prophylactic on postoperative endophthalmitis wound post-cataract: A meta-analysis.</a> Int Wound J. 20 (5), 1376-1383 (2023).</li>
<li>Katz, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+cefuroxime+and+the+incidence+of+post-cataract+endophthalmitis%3A+an+Israeli+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral cefuroxime and the incidence of post-cataract endophthalmitis: an Israeli experience.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 253 (10), 1729-1733 (2015).</li>
<li>Lipnitzki, I., Ben Eliahu, S., Marcovitz, A. L., Ezov, N., Kleinmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraocular+concentration+of+moxifloxacin+after+intracameral+injection+combined+with+presoaked+intraocular+lenses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Intraocular concentration of moxifloxacin after intracameral injection combined with presoaked intraocular lenses.</a> J Cataract Refract Surg. 40 (4), 639-643 (2014).</li>
<li>Colleaux, K. M., Hamilton, W. K., Morgan, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+prophylactic+antibiotics+and+incision+type+on+the+incidence+of+endophthalmitis+after+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Effect of prophylactic antibiotics and incision type on the incidence of endophthalmitis after cataract surgery.</a> Can J Ophthalmol. 35 (7), 373-378 (2000).</li>
<li>Libre, P. E., Della-Latta, P., Chin, N. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+antibiotic+agents+for+endophthalmitis+prophylaxis%3A+A+pharmacokinetic+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Intracameral antibiotic agents for endophthalmitis prophylaxis: A pharmacokinetic model.</a> J Cataract Refract Surg. 29 (9), 1791-1794 (2003).</li>
<li>Carino, N. S., Slomovic, A. R., Chung, F., Marcovich, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+tetracaine+versus+topical+tetracaine+plus+intracameral+lidocaine+for+cataract+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cataract+Refract+Surg%22%5BJournal%5D)">Topical tetracaine versus topical tetracaine plus intracameral lidocaine for cataract surgery.</a> J Cataract Refract Surg. 24 (12), 1602-1608 (1998).</li>
<li>Minakaran, N., Ezra, D. G., Allan, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topical+anaesthesia+plus+intracameral+lidocaine+versus+topical+anaesthesia+alone+for+phacoemulsification+cataract+surgery+in+adults%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Topical anaesthesia plus intracameral lidocaine versus topical anaesthesia alone for phacoemulsification cataract surgery in adults.</a> Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD005276 (2020).</li>
<li>Dan-Ni, W., Li-Dian, H., Zhi-Guo, P., Qiang, W., Lei, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracameral+anti-VEGF+injection+for+advanced+neovascular+glaucoma+after+vitrectomy+with+silicone+oil+tamponade%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Intracameral anti-VEGF injection for advanced neovascular glaucoma after vitrectomy with silicone oil tamponade.</a> Int J Ophthalmol. 14 (3), 129-135 (2021).</li>
<li>Bhagat, P. R., Agrawal, K. U., Tandel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Study+of+the+effect+of+injection+bevacizumab+through+various+routes+in+neovascular+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Curr+Glaucoma+Pract%22%5BJournal%5D)">Study of the effect of injection bevacizumab through various routes in neovascular glaucoma.</a> J Curr Glaucoma Pract. 10 (2), 39-48 (2016).</li>
<li>Al-Qaysi, Z. K., Beadham, I. G., Schwikkard, S. L., Bear, J. C., Al-Kinani, A. A., Alany, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+release+ocular+drug+delivery+systems+for+glaucoma+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Deliv%22%5BJournal%5D)">Sustained release ocular drug delivery systems for glaucoma therapy.</a> Expert Opin Drug Deliv. 20 (7), 905-919 (2023).</li>
<li>Eghrari, A. O., Gottsch, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fuchs%27+corneal+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Fuchs' corneal dystrophy.</a> Expert Rev Ophthalmol. 5 (2), 147-159 (2010).</li>
</ol>

La biodisponibilidad de los compuestos administrados por administración tópica a la superficie del ojo es muy limitada, normalmente un &lt;5%1. Los compuestos administrados por colirios se eliminan principalmente por drenaje, lagrimeo inducido, renovación del líquido lagrimal y absorción conjuntival. Además, la permeabilidad de los compuestos a través de la superficie ocular está muy restringida por la barrera córnea-conjuntiva 1,2,3. La córnea está compuesta por tres capas principales: el epitelio más externo, el estroma intermedio y el endotelio más interno. El epitelio corneal superficial está interconectado por fuertes uniones estrechas y crea una alta resistencia paracelular, que es la principal barrera para la permeabilidad de la sustancia. Múltiples capas de epitelio limitan aún más la permeación de moléculas hidrófilas y grandes a través de los espacios intercelulares del epitelio de la córnea. Después del epitelio, el estroma está compuesto por fibras de colágeno y contiene poros acuosos. A diferencia del epitelio corneal, el estroma permite el movimiento de fármacos hidrofílicos; sin embargo, es muy impermeable a los compuestos lipofílicos 1,2,3. Juntos, el epitelio corneal y las capas estromales presentan importantes barreras tisulares que limitan la absorción del fármaco. No se considera que el endotelio corneal restrinja el transporte de fármacos.
Una alternativa a la vía de liberación de la córnea es la vía conjuntival. La conjuntiva es una capa multiepitelial que cubre la cara interna de los párpados y la parte anterior de la esclerótica. La conjuntiva se caracteriza por tener menos uniones estrechas que el epitelio corneal, lo que permite una mejor permeabilidad de los fármacos hidrofílicos. Sin embargo, la vascularización de la conjuntiva da lugar a la absorción sistémica de una gran fracción de las moléculas administradas, limitando de nuevo en gran medida la biodisponibilidad de los compuestos suministrados a la cámara anterior 1,2. Una forma eficaz de eludir las barreras externas de permeabilidad ocular es administrar el fármaco directamente en la región de interés. Por ejemplo, la inyección intravítrea es común para la administración en el humor vítreo4. Del mismo modo, se utiliza la inyección intracameral para la administración en la cámara anterior5. El establecimiento de una concentración eficiente en la cámara anterior es crítico para diversas situaciones clínicas, como el tratamiento de la infección mediante la inyección intracameral de antibióticos y los tratamientos antiinflamatorios postoperatorios en cirugías de cataratas. A pesar de la ventaja de la biodisponibilidad mejorada de la sustancia que otorga la inyección intracameral, existen importantes problemas de seguridad que deben tenerse en cuenta. Por ejemplo, la inyección intracameral de fármacos puede inducir aumento de la presión intraocular, síndrome del segmento anterior tóxico y síndrome de destrucción de células endoteliales tóxicas 5,6. Por lo tanto, es esencial evaluar cuidadosamente en estudios preclínicos la eficacia y la seguridad de los fármacos administrados por inyecciones intracamerales para maximizar la eficacia del tratamiento y minimizar los posibles efectos adversos en los pacientes.
Los modelos animales experimentales son indispensables en los estudios preclínicos para investigar nuevos tratamientos. Los pequeños roedores, como los ratones y las ratas, son los animales de laboratorio más utilizados para tales fines. Estos animales exhiben numerosas similitudes con la anatomía y fisiología humanas, lo que proporciona información valiosa. Además, su uso es económicamente ventajoso debido a su pequeño tamaño, facilidad de mantenimiento, rápida gestación y capacidad para producir un gran número de crías7.
A pesar del uso generalizado de pequeños roedores en modelos de enfermedades oculares, sus dimensiones oculares y anatomía únicas plantean desafíos significativos durante las manipulaciones experimentales. Por ejemplo, procedimientos como las inyecciones intracamerales, que son relativamente sencillos en humanos, se vuelven técnicamente exigentes en ratones y ratas. Los desafíos se derivan de factores como el pequeño volumen de humor acuoso, el cristalino relativamente grande e inflexible, y la posición y curvatura obstructivas del cristalino dentro de los ojos de los roedores (Figura 1)8. Estos desafíos aumentan el riesgo de daño durante las inyecciones intracamerales en roedores, lo que conduce a posibles efectos adversos e introduce variabilidad experimental que puede afectar la validez de las conclusiones del estudio. En nuestra investigación, hemos desarrollado con éxito un procedimiento para la inyección intracameral segura en ratas. La técnica consiste en crear un túnel largo, plano y autosellante en la córnea hacia la cámara anterior. Este método no solo garantiza la precisión, sino que también mejora la reproducibilidad experimental, abordando los problemas asociados con las técnicas de inyección en pequeños roedores.
<img alt="Diagrama de anatomía de rata vs ojo humano; Comparación de iris, pupila, cristalino, córnea, cámara anterior." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figura 1: Representación esquemática de las características anatómicas del segmento anterior de los ojos de rata y humano. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table><tbody><tr><td>Rojo de alizarina &nbsp;</td><td>Alfa Aesar</td><td>042040.5</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina&nbsp;</td><td>Richter pharma</td><td>102047</td><td></td></tr><tr><td>dexametasona 0,1%&nbsp;</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>393102-0413</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de vidrio Hamilton 10 &mu; L&nbsp;</td><td>Compañía de Hamilton</td><td></td><td></td>721711</tr><tr><td>Hoeschst</td><td>Merck</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Bremer pharma GMBH (medimarket)</td><td>17889</td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacina 0.3% gotas oftálmicas</td><td>Allergan</td><td>E92170</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de oxibuprocaína 0.4%&nbsp;</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sódico 200 mg/mL</td><td>CTS</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de hendidura&nbsp;</td><td>Haag-streit bern</td><td>b-90019115</td><td></td></tr><tr><td>Sprague-Dawley Rats</td><td>Envigo</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Hoja de aguja 31 G 0,8 mm&nbsp;</td><td>Tecfen medical (skymed)</td><td>QKN2808</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio quirúrgico</td><td>Zeiss</td><td>OPMI-6 CFC</td><td></td></tr><tr><td>Azul Trypan</td><td>Sartorius</td><td>03-102-1B</td><td></td></tr><tr><td>Xilacina</td><td>Eurovet Animal Health&nbsp;</td><td></td><td></td>615648</tr></tbody></table>

inyección intracameral en ratas con bajo riesgo de efectos adversos

Intracameral Injection in Rats with Low Risk of Adverse Effects

Las ratas Sprague Dawley fueron inyectadas por vía intracameria con 5 μL de azul de tripano de acuerdo con el protocolo descrito anteriormente. El examen con lámpara de hendidura inmediatamente después de la inyección demostró que la cámara estaba teñida con azul tripano, lo que indica que el material inyectado alcanzó la cámara anterior (Figura 3). Además, la profundidad de la cámara anterior estaba intacta, lo que sugiere que la inyección no causó fuga de humor acuoso y poca profundidad de la cámara.
<img alt="Imagen microscópica de un ojo de rata para investigación oftalmológica, destacando el análisis de la estructura corneal." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig03.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figura 3: Cámara anterior intacta tras inyección intracameral. Se inyectó azul de tripano en la cámara anterior de la rata. El examen de microscopía de hendidura demuestra la presencia de azul de tripán sin fugas ni poca profundidad de la cámara anterior. Barra de escala = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
A continuación, se inyectó Hoechst, un colorante fluorescente permeable a las células que se une al ADN y tiñe los núcleos celulares, para evaluar la biodisponibilidad de los fármacos administrados por la vía de inyección intracameral descrita. La absorción de Hoechst por las células endoteliales se evaluó 15 min después de la inyección mediante el aislamiento de córneas y la observación bajo un microscopio fluorescente. Para identificar las células endoteliales, las córneas se tiñeron con Alizarin Red S, que tiñe los bordes intercelulares de la capa de células endoteliales.  Como control, examinamos el ojo no inyectado de la misma rata. Nuestros resultados demuestran que la capa de células endoteliales estaba intacta después de la inyección, lo que respalda que el procedimiento descrito no causa daño al endotelio. Además, las células endoteliales fueron positivas para la tinción nuclear de Hoechst, lo que demuestra la absorción del Hoechst inyectado después de la inyección intracameral (Figura 4).
<img alt="Microscopía de células teñidas: Rojo de alizarina, Hoechst, fusión; proceso de imagen; resultados de microscopía." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66662/66662fig04.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Figura 4: Biodisponibilidad del material inyectado intracerebralmente en la capa de células endoteliales. Hoechst fue inyectado en la cámara anterior de la rata. La córnea se aisló 15 minutos después de la inyección, se tiñó con Alizarina Roja S para observar las células endoteliales y se tomaron imágenes bajo un microscopio fluorescente para observar la tinción de Hoechst. Las imágenes superpuestas muestran la tinción nuclear de Hoechst en las células endoteliales de la córnea. Barras de escala = 50 μM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66662/66662fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Inyección intracameral en ratas con bajo riesgo de efectos adversos

Intracameral injection is a standard administration routine in ophthalmology. The application of intracameral injection in rodents for research is ...

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

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