Name: Cuantificación de glucosa de Bergmeyer para muestras microbiológicas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Aprende el método de Bergmeyer para cuantificar glucosa en muestras microbiológicas con alta precisión. Esta técnica mejora la especificidad y sensibilidad en la detección de glucosa en cultivos bacterianos y de levaduras.

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1. Preparación de la solución
<ol>
	<li>Prepare 100 mL de tampón de fosfato 0,1 M. Pesar 1,28 g de fosfato de dihidrógeno potásico (KH2PO4) y 0,1304 g de fosfato dipotásico (K2HPO4) y añadirlos a un vaso de precipitados de vidrio. Ahora, agregue 70 mL de agua desionizada (H2Odi) y ajuste el pH a 5.5 usando ácido clorhídrico (HCl) 1 M o hidróxido de potasio (KOH). Transfiera la solución a un matraz aforado y ajuste el volumen final a 100 mL. A continuación, transfiera la solución a un recipiente ámbar y almacene la solución a 4-8 °C durante un máximo de 3 meses. PRECAUCIÓN: Use guantes de nitrilo durante todo el proceso de preparación para evitar el contacto con la piel y la posible contaminación, ya que el diclorhidrato de o-dianisidina es potencialmente cancerígeno.</li>
	<li>Prepare una solución al 1% p/v de diclorhidrato de o-dianisidina. Pesar 0,01 g de diclorhidrato de o-dianisidina y colocarlo en un tubo de centrífuga de 2,0 mL. Con una micropipeta de 1.000 ml, añada 1,0 ml de H2Odi para disolver el compuesto y, a continuación, mezcle lentamente pipeteando hacia arriba y hacia abajo. Proteja la solución de la luz envolviendo el recipiente en papel de aluminio y guárdelo a -20 °C para mantener la estabilidad. NOTA: Para facilitar el soporte del tubo durante la medición en la balanza analítica, se puede utilizar un vaso de precipitados de 10 ml como soporte adicional. Esto ayuda a estabilizar el tubo, asegurando una medición precisa al minimizar el riesgo de desplazamiento o inclinación que podría alterar los resultados obtenidos en la balanza.</li>
	<li>En un matraz aforado de 100 mL, añadir 10 mL de solución tampón de fosfato seguida de 1 mL de solución de diclorhidrato de o-dianisidina al 1% v/v. A continuación, ajuste el volumen final a 100 mL con tampón de fosfato para obtener una concentración final de una mezcla de o-dianisidina y tampón al 0,01%. Transfiera la solución a un matraz de color ámbar y envuélvalo con papel de aluminio para protegerlo de la luz. Almacene la solución a 4-8 °C durante un máximo de 3-4 meses. NOTA: La refrigeración es esencial para evitar la descomposición, que podría comprometer la integridad de las mediciones experimentales. Para evitar la degradación de la mezcla de o-dianisidina y tampón, se puede colocar una pequeña porción de 13 mL (suficiente para 12 muestras) en un tubo de plástico de 14 mL sobre hielo hasta su uso.</li>
	<li>Prepare la solución 50% H2SO4 . Colocar un matraz aforado de 100 mL con 30 mL de H2Odi en un baño de hielo y dejar enfriar durante 10 min. A continuación, vierta lentamente 51 mL de H2SO4 (98% v/v) por las paredes del matraz, agitando cuidadosamente para homogeneizar la solución. Espera a que la mezcla se enfríe, ya que la reacción es exotérmica (genera calor). Ajuste el volumen final a 100 mL con H2Odi y transfiera la solución a un matraz de vidrio ámbar. NOTA: Use una campana extractora y siga todos los protocolos de seguridad, asegúrese de usar el equipo de protección adecuado. Preparar 50 mL de solución de carbonato cálcico al 40% para neutralizar los posibles derrames que puedan producirse.</li>
	<li>Prepare 50 mM de solución de acetato de sodio disolviendo 0,04 g de acetato de sodio en 5 mL deH2Odi en un vaso de precipitados. Ajuste el pH a 5.1 usando ácido acético glacial. Por último, ajuste el volumen a 10 mL con H2Odi.</li>
</ol>
2. Preparación de enzimas
<ol>
	<li>En un microtubo estéril de 2,0 mL, pesar 0,01 g de glucosa oxidasa y mezclar con 1 mL de acetato de sodio de 50 mM, pH 5,0, para obtener una concentración final de 10 mg/mL. Cubra el tubo con papel de aluminio y guárdelo a -20 °C. NOTA: La solución puede almacenarse hasta 2 meses a -20 °C.</li>
	<li>Calcule el volumen de solución enzimática V2 necesario para lograr la actividad enzimática deseada en cada cubeta de plástico (con un volumen total de 1,5 mL) utilizando la Ec (1): V1C1 = V2C2, donde V1 es 1.500 μL, C1 es 28,5 U de actividad enzimática y C2 (la concentración de la solución enzimática) es 12.970 U/mL (10 mg de la enzima [129.000 unidades/g] en 1 mL de H2Odi). V2 = (1.500 μL × 28,5 U)/12.970 U = 3,29 μL (1) NOTA: Para un pipeteo más preciso, el valor se puede redondear a 3,3 μL.</li>
	<li>En un nuevo microtubo de 2 mL, pesar 0,0031 g de enzima peroxidasa y añadir 1 mL de tampón fosfato, pH 5,5, para alcanzar una concentración final de 3,1 mg/mL. Cubra el microtubo con papel de aluminio y guárdelo a -20 °C.</li>
	<li>Calcule el volumen de la solución de peroxidasa necesaria para lograr la actividad enzimática deseada por cubeta utilizando la Ec (1). Comience con un volumen total de cubeta de 1.500 μL y una actividad enzimática objetivo de 1,25 U. A continuación, determine el volumen necesario de la solución enzimática, dada su concentración de 1.551 U. V2 = (1.500 μL × 1,25 U)/1.551 U = 1,208 μL NOTA: Para un pipeteo más preciso, el valor se redondeó a 1,20 μL.</li>
</ol>
3. Estándar de glucosa
<ol>
	<li>Prepare un patrón de D-glucosa de 1 g/L añadiendo 0,01 g de D-glucosa a 10 mL deH2Odi en un matraz aforado. Para diluir la concentración a 0,5 g/L, tome 500 μL de la solución madre y mézclela con 500 μL de H2Odi para obtener un volumen final de 1 mL. NOTA: Este proceso de dilución es esencial para crear soluciones estándar precisas.</li>
</ol>
4. Preparación de la curva estándar
<ol>
	<li>Utilizando un nuevo microtubo de 2 mL, añadir los volúmenes de tampón y glucosa indicados en la Tabla 1.</li>
	<li>Ajuste el baño térmico seco a 37 °C. Una vez que la temperatura sea estable, agregue 3,3 μL de glucosa oxidasa a todos los tubos y luego agregue 1,2 μL de peroxidasa a cada tubo. Incubar los tubos a 37 °C durante 20 min.</li>
	<li>Después de la incubación, añadir inmediatamente 750 μL de 50% H2SO4 (v/v) a cada microtubo y dejar enfriar la mezcla en un baño de hielo durante 2 min. Esto da como resultado un volumen final de 1.500 μL. Finalmente, transfiera la solución a una cubeta de plástico y mida la absorbancia a 529 nm.</li>
</ol>
Tabla 1: Curva de calibración de glucosa para el método GOX-H2SO4 . Abreviaturas: DIOS = glucosa oxidasa; POD = peroxidasa; H2SO4 = ácido sulfúrico. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126_Table%201.xlsx" target="_blank">Haga clic aquí para descargar esta tabla.</a>
5. Análisis de muestras microbiológicas
<ol>
	<li>Obtenga la muestra cultivando bacterias o levaduras en un medio de cultivo líquido bajo condiciones específicas, incluyendo temperatura, velocidad de agitación y tiempo de incubación. Una vez que el cultivo alcance la densidad óptica (DO) o la concentración celular deseada, recoja el cultivo para su posterior procesamiento. NOTA: Pseudomonas reptilivora se cultivó a una velocidad de agitación constante de 300 rpm y 28 °C, mientras que Debaryomyces hansenii se cultivó con una velocidad de agitación de 200 rpm a 30 °C en un agitador orbital. En el caso específico de D. hansenii, el aceite de canola comestible también se utilizó como inductor de la producción de lipasa.</li>
	<li>Limpie el área de trabajo con una solución de alcohol al 70% o un agente de limpieza adecuado de acuerdo con los protocolos de bioseguridad. Encienda un quemador para asegurar la asepsia.</li>
	<li>Transfiera 100 μL del medio de cultivo a un microtubo de 1,5 mL o 2 mL utilizando puntas estériles.</li>
	<li>Centrifugar las muestras a 7.500 × g durante 7 min a 4 °C, o a 10.000 × g durante 7 min sin control de temperatura. Después de la centrifugación, retire con cuidado el sobrenadante, que contiene glucosa en solución, y deseche el pellet.</li>
	<li>Utilice 0,5 μL del sobrenadante para concentraciones de glucosa que oscilan entre 1 y 20 g/L, luego mezcle con 749,5 μL de tampón o-dianisidina, 3,3 μL de GOD y luego 1,2 μL de POD. Incubar los microtubos durante 20 min a 37 °C, como se detalla en el paso 4.2 y añadir inmediatamente 750 μL de 50% H2SO4 y dejar enfriar en un baño de hielo durante 2 min.<ol>
		<li>Para concentraciones superiores a 20 g/L, realizar una dilución 1:1 con H2Odi estéril antes de continuar.</li>
		<li>Si las muestras sobrenadantes se congelaron previamente a -80 °C o -20 °C, descongélelas a temperatura ambiente y en vórtice durante 30 s antes de su uso. Si es necesaria la dilución, utilice H2ODI estéril.</li>
		<li>Para muestras con concentraciones de glucosa superiores a 30 g/L, realizar una dilución 1:1 con Odi H2estéril, lo que da como resultado un factor de dilución de 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Calcule la concentración total de glucosa en cada muestra usando la Ec (2) en un programa de hoja de cálculo. 
	<img alt="Equation 11" src="/files/ftp_upload/67126/67126eq11.jpg" style="margin: auto;">(2) Dónde: 
	x = concentración de glucosa (g/L) δ = volumen de reacción final (0,0015 L) 
	y = absorbancia M.S. = cantidad de muestra utilizada* NOTA : Los valores b y m son de la ecuación que modela la línea de tendencia de la curva de calibración para el método (y = mx + b). *El valor M.S. debe basarse en la cantidad de muestra utilizada para obtener la proporción en la dilución correspondiente (es decir, si toma 0,5 μL del sobrenadante, M.S. = 0,0000005 L = 0,5 × 10-6 L); si se utiliza un factor de dilución (DF), se multiplique la absorbancia obtenida por el DF. Por ejemplo, si se obtiene una absorbancia de 0,5 y se utilizó un DF de 2, el resultado sería 1,0. Por lo tanto, y = 1.0, y este valor debe ingresarse en la Ec (2), como se describió anteriormente.</li>
</ol>
6. Validación analítica
<ol>
	<li>Calcular los parámetros analíticos de validación del método GOX-H2SO4 de acuerdo a lo establecido por el Centro Nacional de Metrología y la Entidad Mexicana de Acreditación10 (CENAM-ema).<ol>
		<li>Calcule la precisión como un porcentaje del coeficiente de variación o %CV = (S/x) × 100, donde x es la media del grupo de muestra y S es la desviación estándar con un valor de aceptación del ≤10%.</li>
		<li>Determine la linealidad ajustando la curva estándar al modelo lineal R2 por encima de 0,995.</li>
		<li>Calcule el límite de cuantificación (LOQ) utilizando la ecuación: LOQ = yB + 10sB, donde yB representa la concentración de analito que produce una señal equivalente a la señal objetivo, y 10sB denota 10 veces la desviación estándar del blanco</li>
		<li>Calcule el error sistemático usando esta ecuación: Inclinación = x - m, donde x = promedio de la concentración experimental y m es la concentración teórica.</li>
		<li>Determine la precisión como el grado de concordancia entre un valor real y un valor teórico. % de recuperación = (CR/CV) × 100 Donde CR es el promedio de la concentración experimental y CV es el coeficiente de variación de la concentración teórica.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Interferencia de otros azúcares reductores
<ol>
	<li>Evalúe cuatro azúcares reductores por separado: glucosa, fructosa, galactosa y xilosa de una solución madre de 0,5 g/L. Además, use trehalosa como control negativo. Siga el protocolo para todas las muestras y mida la absorbancia a 545 y 529 nm.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Cuantificación enzimática de glucosa Bergmeyer para análisis microbiano y de levaduras

<ol><li>Huang, W. C., Tang, I. C. Bacterial and yeast cultures: process characteristics, products, and applications. Bioprocessing for value-added products from renewable resources. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuang%2C+WC+%22New+Technologies+and+Applications%22">New Technologies and Applications</a>. , Elsevier. 185-223 (2007).</li>
<li>Hernandez-Lopez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+reducing+sugars+based+on+the+qualitative+technique+of+Benedict%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Omega%22%5BJournal%5D)">Quantification of reducing sugars based on the qualitative technique of Benedict.</a> ACS Omega. 5 (50), 32403-32410 (2020).</li>
<li>Miller, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+dinitrosalicylic+acid+reagent+for+determination+of+reducing+sugar%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar.</a> Anal Chem. 31 (3), 426-428 (1959).</li>
<li>Deshavath, N. N., Mukherjee, G., Goud, V. V., Veeranki, V. D., Sastri, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pitfalls+in+the+3%2C5-dinitrosalicylic+acid+%28DNS%29+assay+for+the+reducing+sugars%3A+interference+of+furfural+and+5-hydroxymethylfurfural%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">Pitfalls in the 3,5-dinitrosalicylic acid (DNS) assay for the reducing sugars: interference of furfural and 5-hydroxymethylfurfural.</a> Int J Biol Macromol. 156, 180-185 (2020).</li>
<li>De Abreu, J. R., Santos, C. D. D., De Abreu, C. M. P., Corrêa, A. D., De Oliveira Lima, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar+fractionation+and+pectin+content+during+the+ripening+of+guava+cv.+Pedro+Sato%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Sci+Technol%22%5BJournal%5D)">Sugar fractionation and pectin content during the ripening of guava cv. Pedro Sato.</a> Food Sci Technol. 32 (1), 156-162 (2020).</li>
<li>Dubois, M., Gilles, K. -A., Hamilton, J. K., Roberts, P. A., Smith, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+colorimetric+method+for+the+determination+of+sugars%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A colorimetric method for the determination of sugars.</a> Nature. 168 (4265), 167(1951).</li>
<li>Gonzalez, N. M., Fitch, A., Al-Bazi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+RP-HPLC+method+for+determination+of+glucose+in+Shewanella+oneidensis+cultures+utilizing+1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone+derivatization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Development of a RP-HPLC method for determination of glucose in Shewanella oneidensis cultures utilizing 1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone derivatization.</a> PLoS ONE. 15 (3), e0229990(2020).</li>
<li>Galant, A. L., Kaufman, R. C., Wilson, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose%3A+Detection+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Glucose: Detection and analysis.</a> Food Chem. 188, 149-160 (2015).</li>
<li>Bergmeyer, H. U. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBergmeyer%2C+HU+%22Methods+of+enzymatic+analysis%22">Methods of enzymatic analysis</a>. 2, Elsevier Inc. (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Gu%C3%ADa+t%C3%A9cnica+sobre+trazabilidad+e+incertidumbre+en+las+mediciones+anal%C3%ADticas+que+emplea+la+t%C3%A9cnica+de+espectrofotometr%C3%ADa+de+ultravioleta-visible%22">Guía técnica sobre trazabilidad e incertidumbre en las mediciones analíticas que emplea la técnica de espectrofotometría de ultravioleta-visible</a>. , CENAM-EMA. (2008).</li>
<li>Yuen, V. G., McNeill, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+glucose+oxidase+method+for+glucose+determination+by+manual+assay+and+automated+analyzer%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison of the glucose oxidase method for glucose determination by manual assay and automated analyzer.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (3), 543-546 (2000).</li>
<li>Hansen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specificity+of+glucose+oxidase+reaction+and+interference+with+quantitative+glucose+oxidase-peroxidase-O-dianisidine+method%5BTitle%5D)+AND+%22Scand+J+Clin+Lab+Investig%22%5BJournal%5D)">Specificity of glucose oxidase reaction and interference with quantitative glucose oxidase-peroxidase-O-dianisidine method.</a> Scand J Clin Lab Investig. 14 (6), 651-655 (1962).</li>
<li>Kumar, V., Gill, K. D. Estimation of blood glucose levels by glucose oxidase method. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKumar%2C+V+%22Basic+concepts+in+clinical+biochemistry%3A+A+practical+guide%22">Basic concepts in clinical biochemistry: A practical guide</a>. , Springer eBooks. 57-60 (2018).</li>
</ol>

La glucosa sirve como fuente principal de energía y carbono para numerosos microorganismos, incluidas bacterias, levaduras y hongos. Estos microorganismos absorben la glucosa a través de transportadores ubicados en la membrana extracelular, donde se somete a una serie de reacciones bioquímicas dentro de la vía metabólica de la glucólisis para convertirse en piruvato1. Existen diversas técnicas para la cuantificación de azúcares reductores como la glucosa. Por ejemplo, se puede emplear el reactivode Benedict 2, el uso de ácido 3,5-dinitrosalicílico (DNS)3,4, el método de la antropona5 o los métodos del ácido fenol-sulfúrico6. Sin embargo, estos métodos detectan cualquier azúcar reductor presente en la muestra, como la fructosa y la maltosa, lo que puede contribuir a la señal y complicar la cuantificación precisa de un azúcar en particular.
Además, requieren un estricto control de temperatura y el manejo de sustancias peligrosas, lo que puede complicar el proceso y afectar la precisión. Estos métodos también pueden sufrir interferencias de otros compuestos presentes en la muestra, lo que dificulta la cuantificación precisa de la glucosa. Por el contrario, la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) ofrece una alternativa más precisa, que permite la discriminación entre la glucosa y otros azúcares reductores, aunque con mayores costes operativos. Estos métodos contrastantes ponen de manifiesto la necesidad continua de desarrollar técnicas de cuantificación de glucosa precisas y rentables7.
El método de glucosa oxidasa-peroxidasa-ácido sulfúrico (GOX-H2SO4) emplea dos enzimas, la glucosa oxidasa (GOD) y la peroxidasa (POD). GOD es una enzima oxidorreductasa que es muy selectiva para la oxidación de la β-D-glucosa8. Este complejo actúa como catalizador durante la reacción que se produce cuando la glucosa está en presencia de oxígeno, produciendo ácido glucónico y peróxido de hidrógeno (H2O2). ElH2O2 se detecta mediante un aceptor cromogénico de oxígeno, la o-dianisidina, que, al interactuar con el POD, provoca su oxidación y liberación deH2O2, evitando que el ácido glucónico se convierta de nuevo en glucosa (ver Figura 1). El color obtenido se estabiliza mediante la adición de ácido sulfúrico (H2,SO4), que también detiene la reacción enzimática, evitando así posibles interferencias que podrían producirse si la reacción continúa9.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67126/67126fig01.jpg"> 
Figura 1: Resumen del método de cuantificación de glucosa utilizando la enzima glucosa oxidasa, que reacciona con la glucosa para producir peróxido de hidrógeno (H2O2) y ácido glucónico. Posteriormente, la enzima peroxidasa reacciona conH2O2 en presencia de diclorhidrato de O-dianisidina. En el paso final, se agrega ácido sulfúrico (H2SO4) para detener la reacción enzimática, lo que da como resultado un color rosa que se mide a 529 nm. Abreviaturas: POD = peroxidasa; DIOS = glucosa oxidasa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
El método enzimático GOX-H2SO4 es una técnica ampliamente utilizada para medir la concentración de glucosa en muestras biológicas, la mayoría de las cuales son de interés clínico. Sin embargo, pocos estudios han investigado una técnica que permita cuantificar la cantidad de glucosa en un medio de crecimiento para evaluar su consumo. Por lo tanto, en el presente protocolo se presenta la metodología para cuantificar la glucosa mediante la reacción enzimática de glucosa oxidasa, peroxidasa, diclorhidrato de o-dianisidina y H2SO4 en muestras líquidas microbiológicas, la cual surge como una modificación del trabajo realizado por Bergmeyer9, mediante el uso de reactivos al 50% (v/v) deH2SO4 y menores cantidades.

<table><tbody><tr><td>Microtubo de 1,5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microtubo de 2,0 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CaCO3</td><td>Meyer</td><td>471-34-1</td><td>Carbonato de calcio</td></tr><tr><td>D-glucosa</td><td>Meyer</td><td>50-99-7</td><td>D-glucosa&nbsp;</td></tr><tr><td>Baño seco</td><td>FisherScientific</td><td>11-718-4</td><td>Serial 911NO251. Bloque WxDxH mm/in: 124 x 76 x 39 / 4,9 x 3,0 x 1,5</td></tr><tr><td>Glucosa oxidasa&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G6125-50KU Polvo de</td><td>enzima</td></tr><tr><td>H2O</td><td>-</td><td>-Agua</td> <td>desionizada</td></tr><tr><td>H2SO4</td><td>Meyer</td><td>7664-93-9</td><td>Ácido sulfúrico</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Meyer</td><td>7647-01-0</td><td>Ácido clorhídrico&nbsp;</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Meyer</td><td>7758-11-4</td><td>Fosfato dipotásico</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Meyer</td><td>7778-77-0</td><td>Fosfato monopotásico</td></tr><tr><td>KOH</td><td>Meyer</td><td>1310-58-3</td><td>Hidróxido de potasio</td></tr><tr><td>Lambda 35</td><td>PerkinElmer-Espectrofotómetro</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Microtubo centrífuga</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>o-Dianisidina diclorhidrato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D3252</td><td></td></tr><tr><td>Peroxidasa</td> cromogénica <td>Sigma Aldrich</td><td>P8125-50KU</td><td>Enzima polvo</td></tr><tr><td>pH-meter</td><td>Hanna&nbsp;</td><td>1131</td><td>Hanna 1170</td></tr><tr><td>Acetato de sodio</td><td>Meyer</td><td>127-09-3</td><td>Meyer</td></tr><tr><td>Espátulas de pesaje&nbsp;</td><td>-</td><td>--</td><td></td></tr></tbody></table>

cuantificación de glucosa de bergmeyer para muestras microbiológicas

Bergmeyer Glucose Quantification for Microbiological Samples

El análisis espectrofotométrico de GOX-H2SO4 reveló una única absorbancia máxima a 529 nm (λmax) (Figura 2A), con valores de absorbancia adicionales observados a 545 nm. Al analizar los valores de absorbancia a diferentes concentraciones de glucosa, obtuvimos una linealidad (R²) de 0,9977 para λ529 nm y R² de 0,9967 para λ545 nm (Figura 2B). La linealidad, dentro de un rango dado, se refiere a la capacidad de proporcionar resultados dir...

Cuantificación de glucosa de Bergmeyer para muestras microbiológicas

The glucose concentration is a key indicator of cellular metabolism and could indicate the total metabolism rate, an aberration in glucose metabolism, ...

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Este protocolo describe la cuantificación rápida y altamente sensible de Förster de transferencia de energía de resonancia (FRET) datos de sensor utilizando un analizador de FRET portátil a medida. El dispositivo se utilizó para detectar la maltosa dentro de un rango de temperatura crítico que maximiza la sensibilidad de detección, lo que permite la evaluación práctica y eficiente de contenido de azúcar.

Altamente sensible y rápido de detección de fluorescencia con un analizador portátil de FRET

En este artículo, describimos un ensayo colorimétrico para detectar la presencia de azúcares reductores durante la germinación de esporas bacterianas.

La detección de la corteza Fragmentos Durante la germinación de esporas bacterianas

Los monocitos son componentes integrales del sistema inmune innato humano que dependen del metabolismo glucolítico cuando se activan. Describimos un protocolo de citometría de flujo para medir la expresión del transportador de glucosa y la absorción de glucosa por monocitos totales y subpoblaciones de monocitos en sangre total fresca.

Una citometría de flujo simple método para medir la captación de glucosa y la expresión del transportador de la glucosa por monocitos subpoblaciones en sangre entera

Presentamos un protocolo para la identificación y cuantificación de las principales clases de metabolitos solubles en agua en la levadura Saccharomyces cerevisiae. El método descrito es versátil, robusto y sensible. Permite la separación de isómeros estructurales y formas estereoisoméricas de metabolitos solubles en agua entre sí.

Metabolómica cuantitativa de Saccharomyces cerevisiae mediante cromatografía líquida combinada con espectrometría de masas en tándem

Se describe un protocolo para la preparación de un ecosistema modelo simple que recrea el contragradiente metano-oxígeno encontrado en el hábitat natural de las bacterias aerobias oxidantes de metano, permitiendo el estudio de su fisiología en un contexto espacialmente resuelto. También se describen las modificaciones de los ensayos bioquímicos comunes para su uso con el ecosistema modelo basado en agarosa.

Ecosistema modelo basado en agarosa para el cultivo de metanótrofos en un contragradiente de metano-oxígeno

Aprende el método de Bergmeyer para cuantificar glucosa en muestras microbiológicas con alta precisión. Esta técnica mejora la especificidad y sensibilidad en la detección de glucosa en cultivos bacterianos y de levaduras.

Cuantificación de glucosa de Bergmeyer para muestras microbiológicas

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