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JoVE Journal Neuroscience
In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

In vivo Imágenes de fluorescencia confocal de la actividad neuronal inducida por estimulación sensorial en larvas de pez cebra parcialmente restringidas

Full Text
990 Views
05:12 min
April 18, 2025

DOI: 10.3791/67301-v

Joseph B. Alzagatiti1,2, Luis Salazar3, Heidi Brown3, Gabriel Rosas3, Lama Adel Jaber3, Jaime L. Minaya3, Courtney Scaramella4, Adam C. Roberts3, David L. Glanzman2,5,6

1Department of Molecular, Cellular, and Developmental Biology,University of California, Santa Barbara, 2Department of Integrative Biology and Physiology,University of California, Los Angeles, 3Department of Psychology,California State University at Fullerton, 4Department of Neuroscience,University of California, Riverside, 5Department of Neurobiology,David Geffen School of Medicine at UCLA, 6Integrative Center for Learning and Memory, Brain Research Institute,David Geffen School of Medicine at UCLA

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Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This study presents a detailed protocol for examining neural activity in brain regions of transgenic zebrafish expressing GCaMP calcium indicators using confocal microscopy. It aims to investigate dynamic changes in neural activity in response to stimulation, particularly focusing on fluorescence intensity in specific regions.

Key Study Components

Area of Science

  • Neuroscience
  • Neuroimaging
  • Transgenic models

Background

  • Transgenic zebrafish models allow for real-time imaging of neuronal activity.
  • GCaMP indicators provide a method for monitoring calcium fluctuations as a proxy for neural activity.
  • Confocal microscopy offers high spatial resolution to observe fluorescence intensity changes in neurons.
  • The protocol allows for precise control of imaging conditions to optimize data acquisition.

Purpose of Study

  • To develop a robust methodology for assessing GCaMP-mediated neural activity.
  • To characterize the time-lapse imaging responses in specific neuronal clusters of zebrafish.
  • To investigate the effects of certain stimuli on neural activity dynamics.

Methods Used

  • Confocal microscopy was used to visualize neuronal activity in vivo.
  • Transgenic zebrafish larvae aged 2–7 days post fertilization served as the biological model.
  • Laid out critical steps for acclimatization and imaging settings.
  • Included post-imaging analysis using Fiji software for assessing fluorescence intensity.

Main Results

  • The application of aloe isothiocyanate resulted in increased GCaMP fluorescence, indicating heightened neural activity.
  • Changes in imaging speed affected spatial and temporal resolution of neuronal visualization.
  • Normalized fluorescence intensity measurements facilitated the generation of neural traces over time.
  • Neurons in the hindbrain and spinal cord displayed significant activity changes in response to stimulus.

Conclusions

  • This study establishes a valuable imaging protocol for analyzing neural dynamics in zebrafish.
  • Findings enhance understanding of the relationship between stimuli and neuronal behavior.
  • Insights contribute to the broader comprehension of neural mechanisms and plasticity.

Frequently Asked Questions

What advantages does the zebrafish model offer?
The zebrafish model provides a transparent organism with rapid development, allowing for real-time imaging of neural activity in a living system.
How are the larvae prepared for imaging?
Larvae are embedded in low melting point agarose and positioned dorsal side up in embryo medium before imaging.
What types of data can be obtained?
Data includes time-lapse fluorescence imaging revealing changes in calcium dynamics associated with neuronal activity.
How can the method be adapted for other studies?
The protocol can be modified for various stimuli or fluorescent reporters to investigate different aspects of neural function.
What are some limitations of this technique?
Potential limitations include variations in zebrafish genetics and the challenge of capturing very fast neural activity due to resolution constraints.

Aquí, presentamos un protocolo detallado para examinar la actividad neuronal en regiones cerebrales de pez cebra transgénico que expresan indicadores de calcio GCaMP utilizando microscopía confocal.

[Instructor] Para comenzar, prepare agros de bajo punto de fusión al 3% en medio embrionario, caliente los agros a una temperatura segura para manipular peces cebra sin causar daños. Antes de que el agros se enfríe y solidifique, coloque las larvas que están de dos a siete días después de la fertilización con el lado dorsal hacia arriba en una placa de Petri con fondo de vidrio. Una vez que el agro se haya solidificado con las larvas en su lugar, agregue cinco mililitros de medio embrionario al plato. Con un bisturí, corte los agros según sea necesario alrededor de las larvas. Transfiera la placa de Petri con el pez cebra a la platina del microscopio confocal. Después de aclimatarse durante 20 minutos, use imágenes de campo claro para centrar a los peces debajo del objetivo de inmersión en agua 40 veces a temperatura ambiente. Establezca los parámetros de adquisición del microscopio confocal en función de las cualidades y los niveles de expresión de la molécula fluorescente, así como de la profundidad y las propiedades ópticas del tejido. Ajuste la potencia del láser y la configuración de ganancia maestra para capturar la luz fluorescente correctamente en el rango óptimo y evitar la pérdida innecesaria de fluorescencia dependiente del éxito del campamento G. Luego, centre el campo de visión en un grupo neuronal ubicado en la porción rostral de la médula espinal. Realice un escaneo de series temporales con un campo de visión de 79,86 micrómetros cuadrados a una velocidad de fotogramas de 1,20 fotogramas por segundo con una resolución espacial de 0,119 micrómetros cuadrados por píxel. Ajuste el campo de visión, el tamaño y la velocidad de adquisición en función de los objetivos del experimento. Dos minutos después del inicio de las imágenes, agregue 41,67 microlitros de solución madre de isotiocianato de aloe o medio embrionario al plato, y continúe grabando durante aproximadamente 30 segundos para observar los cambios en la actividad de G Camp 6 en la región de interés a través de imágenes de lapso de tiempo. Si la salida grabada no está en el formato de archivo TIF de puntos, exporte los archivos de imagen como archivos TIF de puntos desde el paquete de software del microscopio para el análisis posterior de Fiji. Después de descargar el software Fiji para el análisis de trazas neuronales, abra Fiji, importe los archivos CZI de puntos al programa. Use las herramientas de círculo o mano alzada en Fiji para resaltar un área o neurona de interés haciendo clic en los íconos respectivos. Después de seleccionar la región de interés o el ROI, haga clic en analizar, herramientas y administrador de ROI en la barra de herramientas de Fiji. Haga clic en agregar T para agregar el ROI seleccionado a la ventana del administrador de ROI. En el administrador de ROI, haga clic en más y multimedida para analizar el ROI. Deje la configuración predeterminada y haga clic en Aceptar para generar datos sin procesar. A continuación, guarde la salida como un archivo CSV para su posterior manipulación mediante Python u hojas de cálculo. Ahora normalice los datos sin procesar para representarlos como un rastro neuronal promediando los últimos 30 segundos del preestímulo de dos minutos y genere una intensidad de fluorescencia normalizada utilizando la fórmula dada y trace los datos normalizados como trazas neuronales. La administración de isotiocianato de aloe causó un aumento en la fluorescencia de G CAMP 6S dentro de una región cerebral localizada de larvas de pez cebra, lo que indica una mayor actividad neuronal. A una velocidad de captura lenta de 0,10 fotogramas por segundo, las neuronas en el cerebro posterior y la médula espinal eran claramente visibles con alta resolución. El aumento de la velocidad de captura a 0,79 fotogramas por segundo resultó en una ligera pérdida de resolución espacial, pero mejoró la resolución temporal. A 3,16 fotogramas por segundo, las neuronas parecían menos distintas mientras capturaban más dinámicas temporales.

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Neurociencia Número 218

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