Name: Planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en un modelo de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: Aprende planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en ratones usando un fotomatón estandarizado. Este método reduce la variabilidad y mejora la reproducibilidad en estudios preclínicos de cicatrización.

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Todos los procedimientos experimentales con ratones de laboratorio se llevaron a cabo de acuerdo con las normas éticas y regulaciones establecidas en la Norma Oficial Mexicana (NOM-062-ZOO-1999) para el manejo y cuidado de animales de laboratorio. El protocolo fue revisado y aprobado por el Comité Interno para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (CICUAL) del Instituto Nacional de Investigaciones Nucleares (ININ) bajo el número de referencia CICUAL-01-23. En este estudio se utilizaron ratones machos CD1 (n = 4), de 10 semanas de edad, con un peso corporal que osciló entre 28 y 32 g. Todos los animales fueron seleccionados para asegurar la uniformidad en la cepa, edad, sexo y peso corporal, minimizando la variabilidad en los resultados experimentales. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Construcción de fotomatón para la adquisición de imágenes macroscópicas
NOTA: Se utilizó el software con licencia SolidWorks (versión 2015) para diseñar un fotomatón con el fin de eliminar las fuentes de iluminación externas. Se construyó un cubo de 40 cm × 40 cm utilizando un perfil de aluminio blanco de una pulgada de grosor. El cubo constaba de tres secciones, ensambladas secuencialmente: el techo, las paredes laterales y el suelo (Figura 1A).
<ol>
	<li>Construcción de tejados NOTA: El techo se regionalizó como borde delantero (A), borde trasero (B) y bordes laterales (C y D) para orientarse (Figura 1B).<ol>
		<li>Fije en el área interna del borde lateral del techo (C y D) un perfil de aluminio ranurado (diseñado para sostener vidrio) de 1,5 cm de ancho, 2,51 cm de espesor y 34,9 cm de largo (Figura 1B).</li>
		<li>Coloque dos placas rectangulares de aluminio de 34,5 cm de largo x 13 cm de ancho con polietileno en el centro en la ranura de cada perfil de techo (Placa 1 y 2 en la Figura 1C) para permitir el deslizamiento a través de la ranura de ambos perfiles.</li>
		<li>Instale un tubo de luz LED RGB de 20 cm con un rango de temperatura de color de 2500-9000 K (Figura 1C) en un ángulo de 45° en el borde inferior del panel 1 con cinta adhesiva de doble cara.</li>
		<li>Monte en los paneles de techo 1 y 2 un panel rectangular de tablero de espuma de 32 cm x 12 cm con un recorte circular central de 7,82 cm de diámetro para permitir la instalación de la lente de la cámara (Figura 1C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construcción del suelo<ol>
		<li>Coloque una pieza cuadrada de tablero de espuma blanca de 40 cm x 40 cm encima de los perfiles del área del piso. Corte cuadrados con una longitud lateral de 2,54 cm de cada esquina del tablero de espuma (Figura 1E).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construcción de muros laterales<ol>
		<li>Corta cuatro paneles cuadrangulares de cartón pluma de 40 cm x 40 cm.</li>
		<li>Pegue dos paneles con silicona en los lados C y D para formar las paredes laterales izquierda y derecha (Figura 1F).</li>
		<li>Fije las tiras de cierre de gancho y bucle a los perfiles de aluminio A y B para facilitar la manipulación de los elementos internos del fotomatón. Además, fije a 1 cm del borde de una línea de sujetadores adhesivos a dos cuadrados de cartón espuma en un lado y colóquelos en las paredes delantera y trasera (Figura 1F).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Construcción de la base de referencia NOTA: Fue necesaria una base de referencia para mantener al ratón en posición prona durante la anestesia y durante toda la documentación de la evolución de la herida. Los componentes 3D se diseñaron y fabricaron utilizando la técnica de Modelado por Deposición Fundida (FDM) con material PLA y una impresora 3D 23,24.<ol>
		<li>Imprime en 3D la mascarilla con una base de 2 cm de ancho, largo y alto y colócala a 11,5 cm del borde de un rectángulo de cartón pluma blanco precortado de 40 cm x 28 cm para mantener a los ratones bajo anestesia inhalatoria (Figura 1D, color rojo).</li>
		<li>Imprime en 3D la plataforma rectangular (9 cm de largo, 5 cm de ancho, 2,5 cm de alto) con cuatro áreas extruidas para alinear el dorso del ratón durante la adquisición de la imagen. Estas áreas sostenían la cabeza, las extremidades y la región abdominal para mantener la posición prona. Pegue esta plataforma al centro de la base de referencia (Figura 1D, color verde).</li>
		<li>Imprima en 3D el bloque de la regla (2 cm de ancho, 8 cm de largo, 2,5 cm de alto) y fíjelo a 1 cm del lado izquierdo de la base del ratón para colocar el elemento de referencia de medición necesario para el procesamiento digital de la imagen (Figura 1D, color azul).</li>
		<li>Coloque una regla graduada de acero inoxidable de 15 cm en el bloque de la regla e instale toda la base de referencia dentro de la cabina para escalar la imagen (Figura 1D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Proceso de montaje del cubo modular; diagrama etiquetado de techo, piso, paredes, componentes; Diseño 3D." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67475/67475fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> 
Figura 1: Diagrama para la construcción del gabinete de adquisición de imágenes macroscópicas. (A) Secciones de la cabina (techo, paredes laterales, piso). (B)Orientación de los perfiles que forman la cubierta; delantero (A), trasero (B) y laterales (lado interior de los perfiles en rojo "C,D"). (C) Paneles de techo 1 y 2, instalación del tubo de luz LED, placa de lente de la cámara e instalación en el piso. (D) Instalación de la máscara de anestesia (ROJA), la plataforma del ratón (VERDE) y la plataforma rectangular para el posicionamiento de la regla de medición (AZUL) en la base de referencia. (E) Ubicación final de la base de referencia. (F) Instalación de paredes laterales, frontales y traseras. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67475/67475fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
2. Mantenimiento de animales
<ol>
	<li>Obtener la autorización del comité de bioética de la institución para la experimentación con animales. Utilice ratones CD1 (n = 4), de 10 semanas de edad, con un peso de 28-32 g.</li>
	<li>Aloje a los ratones en condiciones estándar: mantener una temperatura de 21 °C, ciclos de luz/oscuridad de 12/12 h, 45% de humedad y proporcionar acceso ad libitum al agua y a los alimentos, excepto durante las sesiones de fotodocumentación.</li>
</ol>
3. Generación de heridas traumáticas
<ol>
	<li>Ayuna a los ratones durante 8 h antes del procedimiento. Anestesiar a los ratones con pentobarbital sódico intraperitoneal a 65 mg/kg25 (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente).<ol>
		<li>Confirme la profundidad de la anestesia comprobando la falta de reflejo de retirada durante un pellizco interdigital. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para prevenir la sequedad durante la anestesia. Mantener los ratones a una temperatura estable de 37 °C durante la cirugía y la recuperación (20 min).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Coloque el ratón en posición de decúbito ventral y depílelo caudalmente en un área de 2,5 cm x 3 cm de la región cervical con cuchillas quirúrgicas. Estirar la piel para evitar laceraciones. Realizar asepsia y antisepsia alternando enjuagues con povidona yodada y agua estéril.</li>
	<li>Utilice un punzón de biopsia estéril de 5 mm y aplique presión con movimientos circulares para crear una incisión dermoepidérmica a nivel del omóplato. Retire el colgajo con pinzas dentadas y corte con unas tijeras con punta de iris (Figura 2A).</li>
	<li>En caso de presencia de puntos sangrantes en la herida, aplique una descarga eléctrica con un dispositivo de electrocauterización para lograr la hemostasia.</li>
	<li>Coloque una película dérmica circular de 1 cm de diámetro sobre la herida con pinzas Jeweler para evitar la contaminación y la contracción.</li>
	<li>Realizar todas las cirugías de supervivencia en condiciones estériles. Prepare el sitio quirúrgico con desinfectantes como povidona yodada. Use guantes estériles y una mascarilla, y mantenga la esterilidad durante todo el procedimiento mediante el uso de instrumentos estériles y minimizando el contacto con superficies no estériles.<ol>
		<li>Después de la cirugía, coloque a los ratones en jaulas individuales a 24 °C y manténgalos monitoreados hasta que recuperen la conciencia suficiente para mantener la posición esternal. Asegúrese de controlar la temperatura corporal durante y después de la cirugía para prevenir la hipotermia mediante el uso de fuentes de calor externas.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Administrar analgesia hasta el día 4 diluyendo ketorolaco en agua de bebida a 5 mg/kg26.</li>
	<li>Después de 14 días, cuando las heridas en roedores sanos suelen alcanzar etapas avanzadas de curación, se sacrifica a los ratones mediante un reemplazo deO2 en una cámara de CO2 siguiendo los estándares internacionales. Esto marca el punto final del estudio.</li>
</ol>
4. Adquisición de imágenes macroscópicas
<ol>
	<li>Capture imágenes de las heridas diariamente durante 14 días consecutivos para monitorear la cinética continua del cierre de la herida. Utilice una cámara semiprofesional o profesional; Coloque la lente a través de la abertura circular en el techo del fotomatón. NOTA: Ajuste el horario según sea necesario en función de las condiciones experimentales.</li>
	<li>Utilice un tubo de luz LED RGB en modo de temperatura de color correlacionada (CCT), ajustado a 9000 K y 100% de brillo para la iluminación.</li>
	<li>Coloque la base de referencia en el centro del suelo del fotomatón.</li>
	<li>Coloque al ratón en la cámara de anestesia inhalada durante 3 min (Figura 2B).</li>
	<li>Después de inducir la anestesia, coloque el ratón en posición prona sobre la plataforma del ratón. Asegure el hocico dentro de la máscara de anestesia de sevoflurano, administrando sevoflurano al 5% a un caudal de oxígeno de 1,5 L/min (Figura 2C).</li>
	<li>Antes de capturar imágenes, retire la película dérmica de la herida con pinzas Jeweller y alinee la base de referencia con la lente de la cámara.</li>
	<li>Instale la pared frontal del fotomatón y capture imágenes macroscópicas con los siguientes ajustes: apertura f/3.2, tiempo de exposición 1/200s, velocidad ISO 80, distancia focal 4mm.</li>
	<li>Con unas pinzas Jeweller, coloque una película dérmica de 1 cm de diámetro sobre la herida antes de retirar la mascarilla anestésica. Transfiera los ratones a jaulas individuales y observe hasta la recuperación motora.</li>
</ol>
5. Procesamiento de imágenes
<ol>
	<li>Genere una copia de seguridad de las imágenes macroscópicas. Procese las imágenes con el software ImageJ.</li>
	<li>Abra la imagen de copia de seguridad en ImageJ siguiendo la ruta: Archivo &gt; Abrir &gt; Buscar en las imágenes, luego haga clic en Abrir.</li>
	<li>Escalar la imagen por referencia: Maximice la imagen, seleccione la herramienta de línea recta , amplíe la regla junto al mouse con la tecla +, dibuje una línea recta de 10 mm en la imagen de la regla, luego vaya a Analizar &gt; Establecer escala &gt; Ingrese " 10" para Distancia conocida &gt; Establecer Unidad de longitud en mm, y luego haga clic en Aceptar. Esto determina la relación píxeles-distancia de la imagen macroscópica (Figura 2D).</li>
	<li>Separe el área de la herida de la imagen: Utilice la herramienta de rectángulo para seleccionar el área alrededor de la herida (w = 150, h = 150). Registre los valores X e Y, haga clic con el botón derecho en el rectángulo &gt; Duplicar &gt; Asigne un nombre al asunto &gt; presione Enter. En la nueva imagen, presione + dos veces para acercar (Figura 2E).</li>
	<li>Guarde la imagen recortada siguiendo la ruta: Archivo &gt; Guardar como &gt; Tiff &gt; Introduzca el nombre &gt; Guardar.</li>
	<li>Cree un duplicado de la imagen recortada para evitar modificaciones durante la segmentación: Haga clic con el botón derecho en la imagen recortada &gt; Duplicar &gt; asígnele un nombre agregando "Segmentación" al final. A continuación, presione Enter. En la nueva imagen, presione + dos veces para acercar.</li>
	<li>Separe la imagen en canales de color siguiendo esta ruta: Tipo de imagen &gt; &gt; pila RGB. En la imagen del canal rojo (1/3 rojo), haga clic con el botón derecho en Duplicar y presione OK en la ventana Duplicar.</li>
	<li>Segmente la imagen del canal rojo. Haga clic en la imagen del canal rojo, Imagen &gt; Ajustar &gt; umbral. A continuación, seleccione Predeterminado &gt; Aplicar (Figura 2F).</li>
	<li>Rectifique la región de interés (ROI) para garantizar una cobertura completa de la herida y evitar distorsiones en la segmentación. NOTA: Si las áreas alrededor de la herida no están incluidas en la segmentación, vaya a Procesar &gt; Binario &gt; Rellenar Agujeros. Para eliminar los puntos negros fuera de la herida, vaya a Procesar &gt; Binario &gt; Erosionar. Si el comando Erosionar reduce el tamaño de la herida, corríjalo utilizando Procesar &gt; binario &gt; dilatar.</li>
	<li>Marque el perímetro del ROI: Editar &gt; selección &gt; Crear selección. El retorno de la inversión se delineará en amarillo. Agréguelo al Administrador de ROI siguiendo Editar &gt; Selección &gt; Agregar al Administrador (Figura 2G).</li>
	<li>Validar la segmentación: Abra la ventana Administrador de ROI y seleccione el ROI para revisar: Más &gt; Traducir. Introduzca los valores X e Y registrados en el paso 4 y pulse OK.<ol>
		<li>Maximiza la imagen original y, a continuación, selecciona el ROI en el Administrador de ROI. Ajuste el ROI con las teclas de flecha hasta que se alinee con la herida (Figura 2H). Si el retorno de la inversión coincide con la herida, la segmentación fue exitosa. De lo contrario, repita desde el paso 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Una vez confirmada la segmentación, obtenga las medidas de la herida: Analizar &gt; Medir. Una tabla de resultados mostrará los valores de área, perímetro y posición X/Y. Copie estos valores en el software SPSS para su documentación y análisis estadístico (Figura 2I).</li>
</ol>
<img alt="Diagrama del proceso de cicatrización de heridas de ratón con punzón de biopsia y análisis RGB; recogida de datos." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67475/67475fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> 
Figura 2: Flujo de trabajo de la medición de heridas mediante planimetría digital y técnicas de segmentación. (A) Incisión dermoepidérmica con un punzón de biopsia estéril de 5 mm. (B) Colocar al ratón en una cámara de anestesia inhalada durante 3 min. (C) Documentación fotográfica colocando el ratón anestesiado en el fotomatón y asegurando su hocico dentro de una máscara de sevoflurano. (D) Abrir la imagen obtenida en ImageJ y escalarla usando la regla como referencia. (E) Extracción del área de la herida con la herramienta de rectángulo. (F) Separar la imagen en canales RGB y procesar el canal rojo. (G) Esbozar y gestionar la región de interés (ROI). (H) Validar la segmentación haciendo coincidir el ROI con la herida. (I) Medición de los parámetros de la herida y registro de los resultados para el análisis estadístico. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67475/67475fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
6. Eutanasia post-procedimiento
NOTA: El estudio concluye después de 14 días, momento en el que las heridas en roedores sanos suelen alcanzar etapas avanzadas de curación. En esta etapa, los ratones fueron sacrificados humanamente siguiendo el procedimiento de eutanasia establecido y aprobado institucionalmente.
<ol>
	<li>Prepara el equipo. Asegúrese de que la cámara de eutanasia esté limpia, seca y del tamaño adecuado para acomodar a los ratones sin hacinamiento. Conecte la cámara a un suministro deCO2 de grado médico con un regulador de flujo.</li>
	<li>Transfiera suavemente los ratones a la cámara para minimizar el estrés. Asegúrese de que estén en un ambiente tranquilo con mínimas perturbaciones externas.</li>
	<li>Ajuste el caudal de CO2 al 20%-30% del volumen de la cámara por minuto, según lo recomendado por las Directrices de la AVMA para la eutanasia de animales. Aumente gradualmente la concentración deCO2 para evitar inducir angustia o malestar en los ratones.</li>
	<li>Observe a los ratones de cerca durante el procedimiento. Busca signos de pérdida gradual del conocimiento, incluida la disminución de la actividad y la respiración, seguida de apnea y paro cardíaco.</li>
	<li>Confirmar la muerte una vez que los ratones ya no respiran y no muestran signos de movimiento; Espere 1-2 minutos adicionales para asegurar el cese completo de las funciones vitales. Verificar la muerte confirmando la ausencia de reflejos (p. ej., reflejo corneal) y actividad cardíaca.</li>
	<li>Transfiera los cadáveres a los contenedores designados para Desechos Biológicos Peligrosos. Seguir los protocolos institucionales y las directrices nacionales para la disposición segura de los restos de animales.</li>
	<li>Registre el número de animales sacrificados, la fecha y cualquier observación relevante para garantizar el cumplimiento de las normas éticas e institucionales.</li>
</ol>

<ol><li>Martinengo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+chronic+wounds+in+the+general+population%3A+systematic+review+and+meta-analysis+of+observational+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">Prevalence of chronic wounds in the general population: systematic review and meta-analysis of observational studies.</a> Ann Epidemiol. 29, 8-15 (2019).</li>
<li>Chen, X., Shi, X., Xiao, H., Xiao, D., Xu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Research+hotspot+and+trend+of+chronic+wounds%3A+A+bibliometric+analysis+from%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Research hotspot and trend of chronic wounds: A bibliometric analysis from.</a> 31 (5), to 2022. Wound Repair 597-612 (2013).</li>
<li>Gould, L., Li, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+complete+wound+closure%3A+Closing+the+gap+in+clinical+trials+and+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Defining complete wound closure: Closing the gap in clinical trials and practice.</a> Wound Repair. 27 (3), 201-224 (2019).</li>
<li>Baron, J. M., Glatz, M., Proksch, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimal+support+of+wound+healing%3A+New+insights%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatology%22%5BJournal%5D)">Optimal support of wound healing: New insights.</a> Dermatology. 236 (6), 593-600 (2020).</li>
<li>Tiwari, R., Pathak, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+drug+delivery+strategies+towards+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Local drug delivery strategies towards wound healing.</a> Pharmaceutics. 15 (2), (2023).</li>
<li>Gupta, B., Agarwal, R., Alam, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogels+for+wound+healing+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Hydrogels%22%5BJournal%5D)">Hydrogels for wound healing applications.</a> Biomed Hydrogels. , 184-227 (2011).</li>
<li>Pastar, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-clinical+models+for+wound-healing+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Skin+Tissue+Models+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Pre-clinical models for wound-healing studies.</a> Skin Tissue Models Regen Med. , 223-253 (2018).</li>
<li>Shen, Z., Zhang, C., Wang, T., Xu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+functional+hydrogel+wound+dressings%5BTitle%5D)+AND+%22A+Review.+Polymers+%28Basel%22%5BJournal%5D)">Advances in functional hydrogel wound dressings.</a> A Review. Polymers (Basel. 15 (9), (2000).</li>
<li>Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+approaches+to+create+murine+models+of+human+wound+healing%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Surgical approaches to create murine models of human wound healing).</a> J Biomed Biotechnol. 2011, 1-8 (2011).</li>
<li>Peterson, N., Stevenson, H., Sahni, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size+matters%3A+How+accurate+is+clinical+estimation+of+traumatic+wound+size%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Size matters: How accurate is clinical estimation of traumatic wound size.</a> Injury. 45 (1), 232-236 (2014).</li>
<li>Öien, R. F., Håkansson, A., Hansen, B. U., Bjellerup, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+the+size+of+ulcers+by+planimetry%3A+a+useful+method+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22J+Wound+Care%22%5BJournal%5D)">Measuring the size of ulcers by planimetry: a useful method in the clinical setting.</a> J Wound Care. 11 (5), 165-168 (2002).</li>
<li>Rogers, L. C., Bevilacqua, N. J., Armstrong, D. G., Andros, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+planimetry+results+in+more+accurate+wound+measurements%3A+a+comparison+to+standard+ruler+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Diabetes+Sci+Technol%22%5BJournal%5D)">Digital planimetry results in more accurate wound measurements: a comparison to standard ruler measurements.</a> J Diabetes Sci Technol. 4 (4), 799-802 (2010).</li>
<li>Shamata, A., Thompson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Documentation+and+analysis+of+traumatic+injuries+in+clinical+forensic+medicine+involving+structured+light+three-dimensional+surface+scanning+versus+photography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Forensic+Leg+Med%22%5BJournal%5D)">Documentation and analysis of traumatic injuries in clinical forensic medicine involving structured light three-dimensional surface scanning versus photography.</a> J Forensic Leg Med. 58, 93-100 (2018).</li>
<li>Foltynski, P., Ladyzynski, P., Ciechanowska, A., Migalska-Musial, K., Judzewicz, G., Sabalinska, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+area+measurement+with+digital+planimetry%3A+Improved+accuracy+and+precision+with+calibration+based+on+2+rulers%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Wound area measurement with digital planimetry: Improved accuracy and precision with calibration based on 2 rulers.</a> PLoS One. 10 (8), (2015).</li>
<li>Frank, S., Kämpfer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excisional+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Healing%3A+Methods+Protoc%22%5BJournal%5D)">Excisional wound healing.</a> Wound Healing: Methods Protoc. , 3-15 (2003).</li>
<li>Dunn, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+model+of+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Murine model of wound healing.</a> J Vis Exp. 75, (2013).</li>
<li>Barakat, M., DiPietro, L. A., Chen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limited+Treatment+options+for+diabetic+wounds%3A+Barriers+to+clinical+translation+despite+therapeutic+success+in+murine+models%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Wound+Care+%28New+Rochelle%22%5BJournal%5D)">Limited Treatment options for diabetic wounds: Barriers to clinical translation despite therapeutic success in murine models.</a> Adv Wound Care (New Rochelle. 10 (8), 436-460 (2021).</li>
<li>Goh, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+ischemia-reperfusion+injury+in+the+mouse+ear+skin+for+intravital+multiphoton+imaging+of+immune+responses%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Inducing ischemia-reperfusion injury in the mouse ear skin for intravital multiphoton imaging of immune responses).</a> J Vis Exp. 118, (2016).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+fat+grafting+promotes+macrophage+infiltration+to+increase+secretion+of+growth+factors+and+revascularization%2C+thereby+treating+diabetic+rat+skin+defect%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%2C+Metab+Syndr+Obes%3A+Targets+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Autologous fat grafting promotes macrophage infiltration to increase secretion of growth factors and revascularization, thereby treating diabetic rat skin defect.</a> Diabetes, Metab Syndr Obes: Targets and Therapy. 13, 4897-4908 (2020).</li>
<li>Notodihardjo, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+the+wound+healing+process+after+the+application+of+three+dermal+substitutes+with+or+without+basic+fibroblast+growth+factor+impregnation+in+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Plast+Reconstr+Aesthet+Surg%22%5BJournal%5D)">A comparison of the wound healing process after the application of three dermal substitutes with or without basic fibroblast growth factor impregnation in diabetic mice.</a> J Plast Reconstr Aesthet Surg. 73 (8), 1547-1555 (2020).</li>
<li>Thawer, H. A., Houghton, P. E., Woodbury, M. G., Keast, D., Campbell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+computer-assisted+and+manual+wound+size+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Ostomy+Wound+Manage%22%5BJournal%5D)">A comparison of computer-assisted and manual wound size measurement.</a> Ostomy Wound Manage. 48 (10), 46-53 (2002).</li>
<li>Huang, C. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+and+traditional+skin+wound+closure+assessment+methods+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital and traditional skin wound closure assessment methods in mice.</a> Lab Anim Res. 39 (1), (2023).</li>
<li>Subramaniam, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+printing%3A+Overview+of+PLA+progress%5BTitle%5D)+AND+%22AIP+Conf+Proc.+020015%22%5BJournal%5D)">3D printing: Overview of PLA progress.</a> AIP Conf Proc. 020015. , (2019).</li>
<li>Oleksy, M., Dynarowicz, K., Aebisher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+prototyping+technologies%3A+3D+printing+applied+in+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Rapid prototyping technologies: 3D printing applied in medicine.</a> Pharmaceutics. 15 (8), (2023).</li>
<li>Césarovic, N., Nicholls, F., Rettich, A., Kronenberg, S., Häussler, A. K., Boillat, C. S., Spahn, D. R., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anaesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice.</a> Lab Anim. 44 (4), 329(2010).</li>
<li>Domer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+analgesic+activity+of+ketorolac+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Characterization of the analgesic activity of ketorolac in mice.</a> Eur. J. Pharmacol. 177, 127(1990).</li>
<li>Cukjati, D., Reberšek, S., Miklavčič, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+method+of+determining+wound+healing+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng+Comput%22%5BJournal%5D)">A reliable method of determining wound healing rate.</a> Med Biol Eng Comput. 39 (2), 263-271 (2001).</li>
<li>Payne, W. G., Bhalla, R., Hill, D. P., Pierpont, Y. N., Robson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+trajectories+to+determine+pressure+ulcer+treatment+ef%EF%AC%81cacy%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Wound healing trajectories to determine pressure ulcer treatment efﬁcacy.</a> Wound Repair. 11, 1(2011).</li>
<li>Cardinal, M., Eisenbud, D. E., Phillips, T., Harding, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+healing+rates+and+wound+area+measurements+are+reliable+predictors+of+later+complete+wound+closure%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Early healing rates and wound area measurements are reliable predictors of later complete wound closure.</a> Wound Repair. 16 (1), 19-22 (2008).</li>
<li>Tallman, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+rate+of+healing+predicts+complete+healing+of+venous+ulcers%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Initial rate of healing predicts complete healing of venous ulcers.</a> Arch Dermatol. 133 (10), 1231(1997).</li>
<li>Hopkins, N. F. G., Jamieson, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antibiotic+concentration+in+the+exudate+of+venous+ulcers%3A+The+prediction+of+ulcer+healing+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Antibiotic concentration in the exudate of venous ulcers: The prediction of ulcer healing rate.</a> Br J Surg. 70 (9), 532-534 (2005).</li>
<li>Robson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+trajectories+as+predictors+of+effectiveness+of+therapeutic+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Wound healing trajectories as predictors of effectiveness of therapeutic agents.</a> Arch Surg. 135 (7), (2000).</li>
<li>Jessup, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+best+method+for+assessing+the+rate+of+wound+healing%3F+A+comparison+of+3+mathematical+formulas%5BTitle%5D)+AND+%22Wounds%22%5BJournal%5D)">What is the best method for assessing the rate of wound healing? A comparison of 3 mathematical formulas.</a> Wounds. 19 (3), 138-147 (2006).</li>
<li>Landén, N. X., Li, D., Ståhle, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transition+from+inflammation+to+proliferation%3A+A+critical+step+during+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Transition from inflammation to proliferation: A critical step during wound healing.</a> Cell Mol Life Sci. 73 (20), 3861-3885 (2016).</li>
<li>Szpaderska, A. M., DiPietro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+.+Inflammation+in+surgical+wound+healing%3A+Friend+or+foe%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A . Inflammation in surgical wound healing: Friend or foe.</a> Surgery. 137 (5), 571-573 (2005).</li>
<li>Hamed, E., Al Balah,, A, O. F., Refaat, M., Badr, A. M., Afifi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photodynamic+therapy+mediated+by+methylene+blue-loaded+PEG+accelerates+skin+mouse+wound+healing%3A+An+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Photodynamic therapy mediated by methylene blue-loaded PEG accelerates skin mouse wound healing: An immune response.</a> Lasers in Med Sci. 39 (1), 141(2024).</li>
<li>Ibraheem, W. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+planimetry+and+ruler+methods+for+the+measurement+of+extraction+socket+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital planimetry and ruler methods for the measurement of extraction socket wounds.</a> 59 (1), Medicina (Kaunas. 135(2023).</li>
<li>Mayrovitz, H. N., Soontupe, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+areas+by+computerized+planimetry+of+digital+images%3A+accuracy+and+reliability%29%5BTitle%5D)+AND+%22Wounds%22%5BJournal%5D)">Wound areas by computerized planimetry of digital images: accuracy and reliability).</a> Wounds. 22 (5), 222-229 (2009).</li>
<li>Galiano, R. D., Michaels, J., Dobryansky, M., Levine, J. P., Gurtner, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+and+reproducible+murine+model+of+excisional+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair%22%5BJournal%5D)">Quantitative and reproducible murine model of excisional wound healing.</a> Wound Repair. 12 (4), 485-495 (2004).</li>
<li>Price, A., Grey, J. E., Patel, G. K., Cbe, K. G. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPrice%2C+A+%22ABC+of+wound+healing%22">ABC of wound healing</a>. , John Wiley & Sons. 0470658975(2022).</li>
<li>Eming, S. A., Krieg, T., Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation+in+wound+repair%3A+Molecular+and+cellular+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Inflammation in wound repair: Molecular and cellular mechanisms.</a> J Invest Dermatol. 127 (3), 514-525 (2007).</li>
<li>Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenesis+in+life%2C+disease+and+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Angiogenesis in life, disease and medicine.</a> Nature. 438 (7070), 932-936 (2005).</li>
<li>López, N., Cervero, S., Mj Jiménez,, Sanchez, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+characterization+of+wound+exudate+as+a+predictor+of+wound+healing+phases%5BTitle%5D)+AND+%22Wounds%22%5BJournal%5D)">Cellular characterization of wound exudate as a predictor of wound healing phases.</a> Wounds. 26 (4), 101-107 (2014).</li>
<li>Liu, N. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+the+effects+of+wound+healing+risk+and+potential+on+clinical+measurements+and+outcomes+of+severely+burned+patients%3A+A+data-driven+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Burns%22%5BJournal%5D)">Quantifying the effects of wound healing risk and potential on clinical measurements and outcomes of severely burned patients: A data-driven approach.</a> Burns. 46 (2), 303-313 (2020).</li>
<li>Han, C., Barakat, M., DiPietro, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiogenesis+in+wound+repair%3A+Too+much+of+a+good+thing%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Perspect+Biol%22%5BJournal%5D)">Angiogenesis in wound repair: Too much of a good thing.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 14 (10), (2022).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Punzón de biopsia de 5 mm</td><td>MILTEX, EE. UU</td><td>. 33-35</td><td>Para marcar los bordes de la herida</td></tr><tr><td>Aluminio con núcleo de polietileno</td><td>Alucobond, EE. UU</td>. <td>Plata brillante 119</td><td>Para la construcción de la lente de la cámara de la cabina de adquisición de imágenes macroscópicas</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Sony, Japón</td><td>SEL2470Z</td><td>Para enfocar las imágenes para fotografiar</td></tr><tr><td>Electrocauterio</td><td>Bonart, EE. UU</td>. <td>ART-E1</td><td>Para eliminar los puntos de sangrado en la herida si están presentes.</td></tr><tr><td>Tiras de cierre de velcro&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td>VELCRO</tr><tr><td>IBM SPSS Statistics versión 22</td><td>IBM Corporation, EE. UU.</td><td>https://www.ibm.com/analytics/spss-statistics</td><td>Se utiliza para el análisis estadístico de mediciones de heridas, incluidos datos de área y perímetro.</td></tr><tr><td>ImageJ Versión 1.53t</td><td>Institutos Nacionales de Salud, EE. UU.</td><td>https://imagej.nih.gov/ij/</td> <td>Se utiliza para procesar imágenes macroscópicas, incluido el escalado, la segmentación y la medición de los parámetros de la herida.</td></tr><tr><td>Ketorolac</td><td>SIEGFRIED RHEIN, México</td><td>493977</td><td>Para el manejo del dolor postoperatorio</td></tr><tr><td>Tijeras de iris Miltex, 4-1/8" curvo</td><td>MILTEX, EE. UU</td>. <td>V95-306</td><td>Para cortar el colgajo de la herida generado con el punzón de biopsia</td></tr><tr><td>RGB LED Light Tube</td><td>ANDOER, China</td> <td>&lrm; B09F8RLMSY</td><td>Para iluminar la cabina de adquisición de imágenes macroscópicas</td></tr><tr><td>Cámara semiprofesional</td><td>Sony, Japón</td><td>&nbsp; DSC-HX300</td><td>Para tomar las fotos</td></tr><tr><td>Pinza dentada</td><td>MILTEX, EE. UU</td>. <td>V96-118</td><td>Para sujetar la solapa durante el corte</td></tr><tr><td>Sevoflurano</td><td>Baxter, EE. UU</td>. <td>AMX2L9117PR</td><td>Para anestesia inhalada</td></tr><tr><td>Pentobarbital sódico</td><td>Aranda, México</td><td>734.448.001.212</td><td>Para anestesia intraperitoneal</td></tr><tr><td>SolidWorks Versión 2015</td><td>Dassault Syst&egrave; mes, Francia</td><td>&nbsp; https://www.solidworks.com/</td> <td>Se utiliza para diseñar y crear modelos 3D para la construcción de accesorios para la cabina de fotodocumentación.</td></tr><tr><td>Cuchillas quirúrgicas&nbsp;</td><td>HERGOM, México</td><td>H10</td><td>Para afeitar el vello en la zona donde se creará la herida</td></tr><tr><td>Apósito Adhesivo Transparente</td><td>3M, USA</td><td>F51CA07</td><td>Para cubrir la herida traumática</td></tr></tbody></table>

planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en un modelo de ratón

Digital Planimetry for Assessing Wound Closure Kinetics in a Mouse Model

Después de escalar las imágenes en el software ImageJ, se obtuvo el perímetro promedio (Tabla 1) y el área (Tabla 2) de las heridas, junto con sus respectivas desviaciones estándar, mediante segmentación digital. Estos valores se registraron desde el día cero hasta el día catorce (D0-D14).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Día</td>
			<td>Perímetro (mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0</td>
			<td>22,75 ± 0,8...

Planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en un modelo de ratón

Chronic wounds, due to their high prevalence, are a serious global health concern. Effective therapeutic strategies can significantly accelerate healing, ...

digital-planimetry-for-assessing-wound-closure-kinetics-mouse

Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Un modelo murino de cicatrización de heridas cutáneas que se puede utilizar para evaluar los compuestos terapéuticos en los entornos fisiológicos y fisiopatológicos.

Modelo murino de Curación de Heridas

La rata, debido a su tamaño, la disponibilidad, y el comportamiento más bien dócil, se ha utilizado como un modelo de investigación durante muchos años. El objetivo de este protocolo es el de utilizar la rata como modelo de curación de la piel de la herida isquémica proporcionar información valiosa sobre la fisiopatología de las heridas crónicas.

Demostración de la rata isquémica de la piel herida Modelo

Aquí describimos un nuevo modelo murino diabético utilizando ratones sin pelo en tiempo real, no invasivo, vigilancia de infecciones de la herida del biofilm de bioluminiscente Pseudomonas aeruginosa. Este método puede adaptarse para evaluar infección de otras especies de bacterias y microorganismos modificados genéticamente, como los biofilms multiespecies y comprobar la eficacia de estrategias antibiofilm.

Llegado al lado de la luz: Vivo en monitoreo de Pseudomonas aeruginosa Biofilm infecciones en las heridas crónicas en un diabético sin pelo modelo murino

Las heridas crónicas se desarrollan a partir de heridas agudas en un modelo de ratón diabético induciendo altos niveles de estrés oxidativo después de una herida cutánea de espesor completo. La herida se trata con inhibidores de la catalasa y glutatión peroxidasa, lo que resulta en un deterioro de la cicatrización y el desarrollo de biopelículas por bacterias presentes en el microbioma de la piel.

Protocolo para crear heridas crónicas en ratones diabéticos

Describimos una invasiva en vivo imagen protocolo que es sencilla y económica, utilizando L-012, un análogo de quimioluminiscente luminol, para visualizar y cuantificar las especies de oxígeno reactivo (ROS) generadas en un modelo de ratón por escisión de la herida.

En Vivo Proyección de imagen de especies reactivas de oxígeno en un murino herida modelo

Aquí, presentamos un protocolo para un ensayo de arañazos in vitro utilizando fibroblastos primarios y para un ensayo de cicatrización de heridas de piel in vivo en ratones. Ambos ensayos son métodos sencillos para evaluar la cicatrización in vitro e in vivo de heridas.

Ensayo de migración de arañazos y cámara dorsal Skinfold para análisis In Vitro e In Vivo de sanación de heridas

Aquí, se describen dos modelos de cicatrización de heridas murinas, uno diseñado para evaluar las respuestas de cicatrización de heridas celulares y citoquinas y el otro para cuantificar la tasa de cierre de heridas. Estos métodos se pueden utilizar con modelos de enfermedades complejas como la diabetes para determinar los mecanismos de varios aspectos de la cicatrización deficiente de heridas.

Evaluación de la cicatrización aguda de heridas utilizando los modelos de esponja de alcohol de polivinilo subcutáneo dorsal y modelos de herida sin piel de cola excisional.

El objetivo de este estudio fue desarrollar un modelo murino de cicatrización de la quemadura. Se indujo una quemadura térmica en la piel dorsal de los ratones utilizando una plantilla de latón precalentada. El tejido quemado fue desbridado y superpuesto con un injerto de piel cosechado de la cola de un ratón donante genéticamente similar.

Un modelo murino de una herida de quemadura reconstruida con un injerto de piel alogénico

Este protocolo describe cómo generar heridas de escisión bilaterales de espesor completo en ratones y cómo monitorear, cosechar y preparar las heridas para el análisis morfométrico. Se incluye una descripción detallada de cómo utilizar secciones histológicas seriales para definir, cuantificar y detectar defectos morfométricos con precisión.

Modelo de cicatrización de heridas excisionales de Murine y análisis de heridas morfométricas histológicas

Este estudio presenta dos técnicas experimentales cruciales: la construcción de un modelo de herida murina para evaluar el cierre de la herida y la preparación de suspensiones unicelulares de piel murina para preservar la viabilidad celular.

Modelos de heridas en ratones y preparación de suspensiones de células únicas

Se describe un modelo de herida cutánea de rata que permite la evaluación de diversos agentes terapéuticos bajo condiciones fisiológicas o patológicas a lo largo de las distintas etapas del proceso de curación. Además, se detalla un protocolo para realizar planimetría manual que monitorize la tasa de contracción de la herida durante la reparación tisular.

Un modelo de herida cutánea quirúrgica de rata: un enfoque para estudios de cicatrización de heridas y evaluación de biomateriales

Aprende planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en ratones usando un fotomatón estandarizado. Este método reduce la variabilidad y mejora la reproducibilidad en estudios preclínicos de cicatrización.

Planimetría digital para evaluar la cinética de cierre de heridas en un modelo de ratón

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