Detección de alcaloides de cornezuelo de centeno regulados en matrices alimentarias por cromatografía líquida-espectrometría de movilidad iónica atrapada-espectrometría de masas de tiempo de vuelo

El objetivo de nuestro grupo es la propuesta de una nueva metodología analítica que permita un control eficiente de contaminantes y residuos en diferentes matrices a través de la identificación de compuestos en cubículos únicos. Intentamos resolver algunos desafíos relacionados con la seguridad alimentaria utilizando plataformas analíticas avanzadas y un tratamiento sostenible de muestras. Las investigaciones recientes sobre micotoxinas destacan los avances en los métodos de detección como la espectrometría masiva y los biosensores.

También explora el impacto en la salud y las estrategias para la reducción de la contaminación, con el objetivo de mejorar la inocuidad de los alimentos y desarrollar procesos de desintoxicación eficientes en las prácticas agrícolas. La espectrometría de masas es clave para detectar residuos químicos y contaminantes, incluidas las micotoxinas en los alimentos. Los avances recientes en espectrometría de masas han cambiado la investigación de un método analítico objetivo a un método analítico no objetivo, con la comercialización de la movilidad iónica y la espectrometría de masas de alta resolución contribuyendo a esta tendencia creciente.

Permite la cuantificación analítica de cada alcaloide de cornezuelo regulado. El análisis cromatográfico de estos compuestos puede llevar a una cuantificación errónea, especialmente si los picos no se resuelven lo suficiente. Por lo tanto, la implementación de la espectrometría de movilidad iónica proporciona otra dimensión para cuantificarlos en función de sus valores de movilidad.

Nuestro interés en futuras investigaciones no es solo seguir abordando el control de contaminantes emergentes en los alimentos, sino también centrarnos en la biomonitorización exposómica y humana. Es crucial comprender la conexión entre la exposición ambiental y la salud, midiendo los productos químicos, las toxinas y otros metabolitos en los fluidos biológicos. Para empezar, prepare dos viales de color ámbar de 1,5 mililitros con 500 microlitros de solución intermedia y otro vial con una mezcla de solventes como solución de lavado.

Mientras acondiciona la columna de cromatografía líquida, escriba la lista de trabajo, incluidas las dos soluciones. En la columna Archivo de método de la lista de trabajo, cargue el archivo de método de adquisición, guardado con los parámetros necesarios. Cree una carpeta para guardar todos los archivos de datos adquiridos.

Enrute todas las muestras a la carpeta seleccionada en la columna de ruta de la muestra. Vaya a la barra de herramientas superior del software y ejecute la lista de trabajo. Una vez ejecutada la lista de trabajo, abra el software cualitativo.

Para cargar todas las muestras analizadas, seleccione archivo, seguido de abrir lista de trabajo. Haga clic con el botón derecho en una muestra correspondiente a la solución de EA. Vaya a editar cromatograma, luego seleccione tipo, seguido de cromatograma iónico extraído.

Introduzca la masa molecular teórica del ion protonada para cada EA, luego haga clic en agregar y Aceptar. Aparecerán seis cromatogramas iónicos extraídos, correspondientes a seis EA y sus epímeros. En cada cromatograma iónico extraído aparecerán dos picos correspondientes al EA principal y a su epímero. Haga clic con el botón derecho mientras selecciona toda el área de un pico y aparecerá el espectro de movilidad iónica.

Vaya al eje x del espectro de movilidad iónica, haga clic con el botón derecho y haga clic en la sección transversal de colisión. Si el valor CCS no aparece, haga clic con el botón derecho en el espectro de movilidad y seleccione copiar en mobilograma, luego haga clic con el botón derecho nuevamente en el espectro de movilidad y seleccione el estado de carga asignado. Introduce la masa exacta y la carga del ion.

Luego, sobre la base de los datos de fragmentación de la literatura y las bases de datos, compare y seleccione el producto más intenso como punto de identificación complementario. Anote el tiempo de retención, el valor CCS y la masa exacta del aducto de iones principal para cada EA para crear un método de cuantificación. A continuación, abra el software de procesamiento de datos y haga clic en la pestaña de gestión de métodos, luego haga clic en Configuración del analito.

Introduzca el nombre de cada EA junto con su tiempo de retención, el valor CCS y la masa de los aductos protonados. Ajuste la tolerancia para cada punto de identificación según sea necesario mientras utiliza la configuración predeterminada. Para empezar, acondicionar la columna de cromatografía líquida y configurar los parámetros de adquisición.

Pesar un gramo de muestra en un tubo de centrífuga de 50 mililitros. Agregue cuatro mililitros de la solución de extracción y agite la muestra durante un minuto. Centrifugar la muestra durante cinco minutos a 9,750 G y cuatro grados centígrados.

Transfiera todo el sobrenadante a un tubo de centrífuga de 15 mililitros que contenga 150 miligramos de mezcla de sorbente y agite la muestra durante un minuto. Después de centrifugar la muestra, recoja el sobrenadante y transfiéralo a un vial de vidrio ámbar de cuatro mililitros. Evapore el extracto bajo un suave chorro de nitrógeno, luego reconstituya la muestra en 750 microlitros de mezcla de agua y metanol.

Con una jeringa de dos mililitros, filtre la muestra a través de un filtro de nailon de 0,22 micrómetros en un vial cromatográfico de ámbar de 1,5 mililitros. Para comenzar, prepare el alcaloide de cornezuelo de centeno, o muestras de EA, y obtenga la curva de calibración emparejada con la matriz mediante cromatografía líquida. Abra el software cuantitativo y vaya a la pestaña rápida de tareas.

Haga clic en importar lote. Una vez que se importe el lote, haga clic en procesar lote debajo de importar lote. Una vez finalizado el procesamiento de datos, vaya a revisar el cribado y compruebe si hay problemas relacionados con la integración automática, como picos cromatográficos incorrectos que estén demasiado cerca unos de otros.

En caso afirmativo, restrinja o amplíe los valores referidos a la tolerancia del tiempo de retención, la tolerancia al valor CCS y/o el error de masa inicialmente establecidos en el fichero de método cuantitativo, y vuelva a procesar los datos. Si la integración automática de picos sigue seleccionando picos incorrectos, seleccione manualmente el área del cromatograma que aparece en la ventana de revisión de cribado. En la pestaña Administración de lotes, vaya a la ventana de concentración de lotes y especifique un valor de concentración para cada nivel establecido anteriormente.

Una vez hecho esto, haga clic en guardar concentraciones. Haga clic en cuantificar lote y ajuste los parámetros, como el modelo, para que se ajuste a los datos de calibración, esperando y forzando al modelo a cruzar cero. Una vez completada la cuantificación de los alcaloides del cornezuelo de centeno, haga clic en la pestaña de cuantificación, luego haga clic con el botón derecho en la carpeta del lote en el extremo izquierdo y seleccione generar informe.

Por último, elija la cuantificación de analitos y exporte el informe en el formato deseado. La separación cromatográfica reveló picos claros para cada par de epímeros EA, excepto para la ergotamina y la ergotamina, que mostraron una ligera superposición debido a sus tiempos de retención cercanos. La espectrometría de movilidad iónica permitió la separación basal de ergotamina y ergotamina, proporcionando valores de CCS distinguibles.

El análisis del efecto de supresión o mejora de la señal mostró una interferencia mínima en la matriz con un rango de menos 32% a 18%, lo que permitió una cuantificación precisa utilizando la curva de calibración estándar, excepto para la ergameranina que requirió de la curva de calibración emparejada con la matriz. La precisión del método fue confirmada por las tasas de recuperación de todos los analitos dentro del 72 al 117%, excepto para la ergotamina, que mostró valores de recuperación del 43 al 45%. Los valores límite de cuantificación oscilaron entre 0,65 y 2,6 nanogramos por mililitro, lo que confirma la sensibilidad del método.