Name: Imágenes volumétricas y análisis de cilios primarios en tejido musculoesquelético utilizando el modelo de ratón ARL13B-CENTRIN-2 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-28T13:50:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Aprende a realizar imágenes volumétricas de cilios primarios en tejido musculoesquelético utilizando el modelo de ratón ARL13B-CENTRIN-2. Este protocolo permite mapear la organización tridimensional de cilios en la placa de crecimiento con alta resolución.

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<ol><li>Wheatley, D. N., Wang, A. M., Strugnell, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+primary+cilia+in+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biol+Int%22%5BJournal%5D)">Expression of primary cilia in mammalian cells.</a> Cell Biol Int. 20 (1), 73-81 (1996).</li>
<li>Donnelly, E., Ascenzi, M. G., Farnum, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+are+highly+oriented+with+respect+to+collagen+direction+and+long+axis+of+extensor+tendon%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Primary cilia are highly oriented with respect to collagen direction and long axis of extensor tendon.</a> J Orthop Res. 28 (1), 77-82 (2010).</li>
<li>McGlashan, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+loading+modulates+chondrocyte+primary+cilia+incidence+and+length%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Biol+Int%22%5BJournal%5D)">Mechanical loading modulates chondrocyte primary cilia incidence and length.</a> Cell Biol Int. 34 (5), 441-446 (2010).</li>
<li>Farnum, C. E., Wilsman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orientation+of+primary+cilia+of+articular+chondrocytes+in+three-dimensional+space%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Orientation of primary cilia of articular chondrocytes in three-dimensional space.</a> Anat Rec. 294 (3), 533-549 (2011).</li>
<li>Coveney, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ciliary+protein+IFT88+controls+post-natal+cartilage+thickness+and+influences+development+of+osteoarthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Arth+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">The ciliary protein IFT88 controls post-natal cartilage thickness and influences development of osteoarthritis.</a> Arth Rheumatol. 74 (1), 49-59 (2021).</li>
<li>Coveney, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ciliary+IFT88+protects+coordinated+adolescent+growth+plate+ossification+from+disruptive+physiological+mechanical+forces%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Ciliary IFT88 protects coordinated adolescent growth plate ossification from disruptive physiological mechanical forces.</a> J Bone Miner Res. 37 (6), 1081-1086 (2022).</li>
<li>Andrea, C. E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+organization+reflects+polarity+in+the+growth+plate+and+implies+loss+of+polarity+and+mosaicism+in+osteochondroma%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">Primary cilia organization reflects polarity in the growth plate and implies loss of polarity and mosaicism in osteochondroma.</a> Lab Invest. 90 (7), 1091-1101 (2010).</li>
<li>Ascenzi, M. -G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+localization%2C+length+and+orientation+of+chondrocytic+primary+cilium+on+murine+growth+plate+organization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Theor+Biol%22%5BJournal%5D)">Effect of localization, length and orientation of chondrocytic primary cilium on murine growth plate organization.</a> J. Theor Biol. 285 (1), 147-155 (2011).</li>
<li>Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+specificity+of+primary+cilia+in+the+mouse+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo.</a> Nat. Cell Biol. 17 (2), 113-122 (2015).</li>
<li>Larkins, C. E., Aviles, G. D. G., East, M. P., Kahn, R. A., Caspary, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arl13b+regulates+ciliogenesis+and+the+dynamic+localization+of+Shh+signaling+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Arl13b regulates ciliogenesis and the dynamic localization of Shh signaling proteins.</a> Mol Biol Cell. 22 (23), 4694-4703 (2011).</li>
<li>Higginbotham, H., Bielas, S., Tanaka, T., Gleeson, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mouse+line+with+green-fluorescent+protein-labeled+Centrin+2+allows+visualization+of+the+centrosome+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Transgenic+Res%22%5BJournal%5D)">Transgenic mouse line with green-fluorescent protein-labeled Centrin 2 allows visualization of the centrosome in living cells.</a> Transgenic Res. 13 (2), 155-164 (2004).</li>
<li>arivis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Application+Note+%2347+-+Applying+Cellpose+models+in+arivis+Vision4D%22">Application Note #47 - Applying Cellpose models in arivis Vision4D</a>. , 1-20 (2021).</li>
<li>Huff, J., Bergter, A., Luebbers, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+Note%3A+Multiplex+mode+for+the+LSM+9+series+with+Airyscan+2%3A+fast+and+gentle+confocal+super-resolution+in+large+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Application Note: Multiplex mode for the LSM 9 series with Airyscan 2: fast and gentle confocal super-resolution in large volumes.</a> Nat Methods. , (2019).</li>
<li>Ning, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cilia-associated+wound+repair+mediated+by+IFT88+in+retinal+pigment+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Cilia-associated wound repair mediated by IFT88 in retinal pigment epithelium.</a> Sci Rep. 13 (1), 8205-8219 (2023).</li>
<li>Palla, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+cilia+on+muscle+stem+cells+are+critical+to+maintain+regenerative+capacity+and+are+lost+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Primary cilia on muscle stem cells are critical to maintain regenerative capacity and are lost during aging.</a> Nat Commun. 13 (1), 1439-1451 (2022).</li>
<li>Brewer, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+dynamic+ciliary+ARL13B+and+ADCY3+localization+in+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%22%5BJournal%5D)">Postnatal dynamic ciliary ARL13B and ADCY3 localization in the mouse brain.</a> Cells. 13 (3), 259-277 (2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>22 x 50 mm cubreobjetos</td><td>fisherscientific&nbsp;</td><td></td><td></td>12373128</tr><tr><td>arivis software Vision4D</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Software de análisis de imágenes&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio de barrido láser confocal&nbsp;</td><td>Zeiss Zeiss</td><td>980 Airyscan 2</td><td></td></tr><tr><td>CoverGrip Sellador de cubreobjetos&nbsp;</td><td>Biotio&nbsp;</td><td>23005</td><td></td></tr><tr><td>Cryofilm tipo 3C(16UF) (tipo hoja) 2,0 cm de ancho</td><td>Section-lab</td><td>C-FUF303</td><td>Se puede comprar directamente en Section-lab</td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica</td><td>CM1900 UV</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Moldes de base desechables&nbsp;</td><td>epredia</td><td>58952</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco</td><td>gibco</td><td>14190</td><td></td></tr><tr><td>Formalin</td><td>Sigma</td><td>20260630</td><td></td></tr><tr><td>Imaris software&nbsp;</td><td>Instrumentos de Oxford&nbsp;</td><td>N/A</td><td>Software de análisis de imágenes para reconstrucción 3D&nbsp;</td></tr><tr><td>Aceite de inmersión 518F</td><td>Zeiss</td><td>ISO 8036&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cuchillas de micrótomo</td><td>Feather</td><td>02.075.00.006</td><td></td></tr><tr><td>SlowFade Glass Antifade Mountant&nbsp;</td><td>invitrogen</td><td>S36917</td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Super Cryoembedding Medium (SCEM)</td><td>Section-lab</td><td>C-EM001</td><td>Se puede comprar directamente en Section-lab</td></tr><tr><td>Superfrost Plus Portaobjetos de microscopio</td><td>avantor</td><td>631-0108</td><td></td></tr><tr><td>Zen software</td><td>Zeiss</td><td>N/A</td><td>Freeware para microscopía de barrido láser confocal</td></tr></tbody></table>

imágenes volumétricas y análisis de cilios primarios en tejido musculoesquelético utilizando el modelo de ratón arl13b-centrin-2

Volumetric Imaging and Analysis of Primary Cilia in Musculoskeletal Tissue using the ARL13B-CENTRIN-2 Mouse Model

Se obtuvieron imágenes de la placa de crecimiento de un ratón de 6 semanas de edad utilizando el protocolo descrito y se mapeó la organización de los cilios primarios en el tejido. Se capturó una imagen de las tres regiones de la placa de crecimiento (en reposo, proliferativa e hipertrófica) y se pasó por el proceso de análisis (Figura 2A). Las células individuales se pueden identificar con la tinción DAPI, con su axonema ciliar en rojo y sus centriolos en verde. La resolución utilizando este método es lo suficientemente alta como para discriminar centriolos individuales (Figura 2B). Con esta resolución, los cilios se pueden visualizar en su entorno 3D, apuntando en diferentes direcciones (Video 1).
También se pueden capturar imágenes de menor resolución, con objetivos de aumento más altos, para visualizar cilios primarios en una región más grande del tejido; sin embargo, estos no son adecuados para el análisis de la orientación de los cilios en 3D. Por ejemplo, se obtuvieron imágenes de los cilios primarios del cartílago articular con el objetivo 20x, lo que demuestra que el método también funciona en otros tejidos (Figura 2C). A esta resolución, se pueden identificar los axonemas ciliares en rojo, pero los centriolos son más difíciles de discriminar. El hueso subcondral tiende a presentar una gran cantidad de señal de fondo de GFP, lo que dificulta la identificación del centriolo en este tejido.
La tubería puede detectar células individuales, cilios primarios y centriolos, y funciona para placas de crecimiento jóvenes altamente organizadas y placas de crecimiento más viejas donde las columnas están menos definidas, como en ratones de 10 semanas de edad (Figura 3). Las células y los cilios se detectan en 3D, como se puede ver en la pila z.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig01.jpg"> 
Figura 1: Flujo de trabajo experimental. Diagrama de flujo de los diferentes pasos del protocolo, desde la recolección de tejidos hasta el análisis de imágenes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig02.jpg"> 
Figura 2: Cilios primarios en tejidos murinos del ratón ARL13B-CENTRIN-2. (A) Una placa de crecimiento de 6 semanas de edad, con DAPI en blanco, CENTRIN-2 en verde y ARL13B en rojo, fotografiada con el objetivo 40x. (B) Acérquese a un cilio primario individual y sus dos centriolos. (C) Cartílago articular y hueso subcondral de un ratón de 4 semanas de edad, fotografiado con el objetivo 20x. (D) Riñón de un ratón de 6 semanas de edad fotografiado utilizando la misma tubería que para el tejido musculoesquelético. (E) Aumento de la caja blanca en D que muestra los cilios primarios individuales y sus centriolos en el riñón. Barras de escala = 20 μm (A,D), 4 μm (B), 60 μm (C), 6 μm (E). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67693/67693fig03.jpg"> 
Figura 3: Tubería de detección de células y cilios. Ejemplo de aplicación de la canalización de análisis de imágenes en una placa de crecimiento de 10 semanas de antigüedad. (A) Imagen abierta en el software. (B) Resultado de la canalización de detección de células. (C) Resultado de la tubería de detección de cilios y centriolas. Los cilios están en rosa y los centriolos en verde. La vista lateral ejemplifica que la resolución es lo suficientemente alta como para discriminar cilios orientados en diferentes direcciones en 3D. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/67693fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Vídeo 1: Reconstrucción tridimensional de una placa de crecimiento de 6 semanas de edad del ratón ARL13B-CENTRIN-2. La reconstrucción tridimensional se llevó a cabo en el software Imaris y se grabó como un video de animación. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Video-1.mp4" target="_blank">Haga clic aquí para descargar este video.</a>
Figura suplementaria S1: Ajustes de adquisición de imágenes en el sistema de microscopio. (A) Ventana de configuración inteligente para agregar los canales y elegir el modo Airyscan . (B) Visor de mosaicos para seleccionar y obtener una vista previa de los mosaicos a la imagen. (C) Ventana de ajuste del detector Airyscan , donde se confirma la alineación de los detectores Airyscan una vez que todas las casillas se vuelven verdes. (D) Ajustes del láser para los tres canales. (E) Modo de adquisición y configuración de Z-Stack. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-1.zip" target="_blank">Haga clic aquí para descargar este archivo.</a>
Figura complementaria S2: Ajustes de procesamiento de imágenes en el sistema de microscopio. (A) Configuración de procesamiento de Airyscan. (B) Ajustes de costura. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-2.zip" target="_blank">Haga clic aquí para descargar este archivo.</a>
Figura complementaria S3: Canalizaciones de análisis de imágenes personalizadas. (A) Canalización de detección de células utilizando los canales GFP y DAPI. (B) Canal de detección de cilios primarios y centriolos utilizando los canales mCherry y GFP, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67693/Supp-file-3-.zip" target="_blank">Haga clic aquí para descargar este archivo.</a>

Imágenes volumétricas y análisis de cilios primarios en tejido musculoesquelético utilizando el modelo de ratón ARL13B-CENTRIN-2

The primary cilium is a non-motile, solitary organelle assembled by most cell types. It is essential to the development and homeostasis of the skeleton ...

Para comprender mejor la extremidad en crecimiento, estudiamos el cilio primario, un orgánulo que desempeña un papel clave en la regulación de la respuesta de las células a su entorno. Para investigar el papel del cilio en el crecimiento, estamos tomando imágenes dentro de la placa de crecimiento, una capa de cartílago donde crece hueso nuevo. El cilio primario es extremadamente pequeño, menos de cinco micrómetros de largo, lo que hace que sea difícil obtener imágenes, particularmente en tres dimensiones.Obtener imágenes dentro de tejidos ricos en matriz y parcialmente calcificados, como el cartílago y el hueso, solo dificulta aún más la exploración precisa de su presencia, por no hablar de la posición, la orientación y el tamaño. Podemos mapear la organización 3D de los cilios primarios en todas las células dentro de la placa de crecimiento, preguntándonos si las células enfermas ensamblan una, dónde y cómo está orientada con respecto a la morfogénesis del tejido. Anteriormente, los cilios primarios solo se habían estudiado en 2D en placas de crecimiento o en cantidades muy pequeñas.Las señales fluorescentes endógenas para el cilio y los centriolos aportan confianza en la identificación ciliar debido a la alta relación señal/ruido y evitan la necesidad de inmunohistoquímica. Este protocolo también permite obtener imágenes colectivas de alto rendimiento de cientos de cilios en el tejido, lo que nos permite relacionar espacialmente los cilios con los eventos de morfogénesis que estamos estudiando. Esta metodología de imagen y análisis se puede aplicar a otros tejidos para mapear los cilios primarios a través de tejidos y órganos.Esto permitirá una mayor comprensión de la relación entre la estructura y la función de los cilios primarios. Para comenzar, tome la sección criogénica congelada preparada del tejido de ratón y coloque el portaobjetos horizontalmente a temperatura ambiente para descongelar. Lave el portaobjetos con una gota de PBS durante tres ciclos de cinco minutos cada uno para eliminar la farsa.Aplique la solución de DAPI de 10 micromolares en el portaobjetos y tiña durante un minuto. A continuación, monte la muestra, cúbrala con un cubreobjetos y déjela a temperatura ambiente durante la noche. Selle los bordes del cubreobjetos con un sellador de cubreobjetos.Para configurar el microscopio confocal, enciéndalo, abra el software y haga clic en el botón Sistema. En la pestaña Adquisición, haga clic en Configuración inteligente para configurar los canales y agregar los canales GFP, mCherry y DAPI. A continuación, seleccione la opción ARI Scan y la función sR8-Y del triángulo de escaneo ARI entre la resolución y la velocidad.Haga clic en Mejor señal y, a continuación, en Aceptar para confirmar. En la pestaña Localizar, en Control de microscopio, seleccione el objetivo 40 veces y 1,4 con inmersión en aceite. A continuación, coloque la corredera en el soporte de la corredera y suba el objetivo hasta que el aceite toque el cubreobjetos.A continuación, coloque la placa de crecimiento, u otra región de interés, por debajo de la trayectoria de la luz. En la pestaña Localizar, haga clic en Fluorescencia y seleccione DAPI. Y usando el ocular, mueva el soporte de la corredera con el joystick para colocar la placa de crecimiento, o la región de interés, debajo del campo de visión.En la pestaña Adquisición, seleccione solo el canal DAPI. Haga clic en Continuo para ver la imagen del canal DAPI en la pantalla y asegurarse de que la placa de crecimiento esté visible. Para abrir el visor de mosaicos, haga clic en Mostrar visor en la pestaña Mosaicos.Agregue el número requerido de mosaicos, generalmente un mosaico en la dirección X y de tres a cinco mosaicos en la dirección Y. A continuación, haga clic en Vista previa e Inicio. Ahora comprueba que las baldosas cubren las tres zonas de la placa de crecimiento, en reposo, de proliferación e hipertrófica.Ajuste la posición y el número de mosaicos si es necesario. Para configurar los parámetros de la imagen, en la pestaña Adquisición, haga clic en Continuo. Para alinear el detector de escaneo ARI, abra la ventana de ajuste del detector de escaneo ARI haciendo clic en el símbolo de la roseta en mosaico en la parte inferior.Espere hasta que todas las fichas se pongan verdes. En la pestaña Canales, ajuste el maestro de ganancia y la potencia del láser para ver claramente los núcleos en la pantalla. A continuación, seleccione los tres canales y haga clic en Continuo para iniciar la toma de imágenes.Permita que el detector de escaneo ARI se alinee. En la pestaña Modo de adquisición, defina el tamaño de la imagen, el tamaño de píxel, el tamaño de fotograma, la velocidad y los valores de promedio. En la pestaña Adquisición, seleccione la casilla de verificación Z-Stack para habilitar la creación de imágenes Z-stack.A continuación, seleccione sólo el canal DAPI y haga clic en Continuo para ver la imagen en la pantalla. Mueva el objetivo hacia abajo hasta el plano más cercano al que se va a obtener la imagen. En la pestaña Z-Stack, haga clic en Establecer primer plano, luego concéntrese hasta el último plano que se va a ver y haga clic en Establecer último plano para configurar el rango de imagen.Establezca el intervalo entre los planos de la pila Z en 0,15 micrómetros. Muévase al centro del rango de imágenes de la pila Z. En la pestaña Mosaicos, en Regiones de mosaicos, haga clic en Verificar y, a continuación, en Establecer Z y Mover a Siguiente.Ahora, en la pestaña Estrategia de enfoque, confirme que la estrategia de enfoque está configurada para usar los valores Z y la superficie de enfoque definidos en la configuración del mosaico. A continuación, haga clic en Iniciar experimento para comenzar la adquisición de imágenes. Para procesar las imágenes, vaya a la pestaña Procesamiento, seleccione Modo único o por lote, seleccione Procesamiento de escaneo ARI, marque la opción Procesamiento 3D y seleccione Filtro automático estándar.Elija la imagen en bruto adquirida e inicie el procesamiento. Después de completar el procesamiento del escaneo ARI, seleccione Costura en los métodos de procesamiento. Elija Nueva salida, Fusionar mosaicos, Corregir sombreado y Todo por referencia con la referencia establecida como DAPI.Seleccione la imagen procesada del escaneo ARI e inicie el proceso de unión. Para comenzar, importe el archivo de imagen CZI adquirido en el software y abra el panel Análisis. En el menú desplegable, seleccione Nueva canalización.Use el botón Agregar operación para agregar operadores a la canalización. Para crear una canalización de detección de celdas, importe el segmentador de Python de publicaciones de celdas en la canalización. Establezca el nombre del modelo en Cyto 2, el canal de entrada en 2, el segundo canal en 3, el diámetro en micrómetros en 10.umbral de flujo a 0,4 y umbral de probabilidad de celda a 0. A continuación, agregue un operador de importación de objetos de documento antes de la canalización y cámbiele el nombre a Importar etiquetas manuales. A continuación, agregue un operador de filtro de características de objeto después de la canalización y cámbiele el nombre a Filtro de tamaño.Dibuje la región de interés con la herramienta Polígono en el primer plano y en el último plano. Cambie el nombre del objeto creado y etiquételo. Haga clic en la flecha azul hacia adelante en la parte superior del panel Análisis para ejecutar la canalización.Para crear una canalización de detección de cilios y centriolos primarios, abra el panel Análisis y seleccione Nueva canalización en el menú desplegable. Agregue y ajuste operadores como importar objetos de documento, dos operadores de umbral, división, objeto, entidad, filtro y compartimento a la canalización. A continuación, haga clic en la flecha azul hacia adelante en la parte superior del panel Análisis para ejecutar la canalización.Abra la ventana Objetos, seleccione el objeto que contiene las células, los cilios primarios y los centriolos, aquí llamados celda de compartimento, y haga clic en Importar/Exportar. Seleccione Exportación de Excel. Elija las características como el número de hijos, el nombre, los nombres principales, el lado corto encuadernado orientado en 3D, el lado medio, el lado largo, el ángulo XY, el ángulo XZ, el ángulo YZ, el cuadro delimitador X1, X2, Y1, Y2, Z1, Z2, tamaño X, tamaño Y, tamaño Z, centro de geometría X, Y, Z, plano primero, último, recuento, malla, malla de volumen y malla de área de superficie para guardar.La organización de los cilios primarios se mapeó con éxito en la placa de crecimiento de un ratón de seis semanas de edad. Las imágenes de alta resolución demostraron la capacidad de visualizar centriolos individuales y cilios primarios en su entorno tridimensional. Las células y los cilios primarios se detectan en 3D mediante la canalización de análisis de imágenes, que puede diferenciar los cilios primarios que apuntan hacia el lado de los que apuntan hacia atrás.

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Investigación

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Biología

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Aprende a realizar imágenes volumétricas de cilios primarios en tejido musculoesquelético utilizando el modelo de ratón ARL13B-CENTRIN-2. Este protocolo permite mapear la organización tridimensional de cilios en la placa de crecimiento con alta resolución.

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