Un modelo de vejiga in vitro de infección del tracto urinario asociada a catéter

- Nuestra investigación se centra en las infecciones del tracto urinario asociadas al catéter. Utilizamos modelos in vitro como el modelo de vejiga para comprender mejor los patógenos que causan CAUTI.

El modelo de vejiga in vitro proporciona un entorno controlado para probar las aplicaciones prácticas de las herramientas de diagnóstico y las intervenciones terapéuticas para su uso en el tratamiento CAUTI.

El tracto urinario cateterizado es un nicho ambiental complejo con parámetros importantes como la superficie del catéter y el ambiente nutricional de la orina, que dificultan su replicación in vitro.

Un objetivo clave de nuestra investigación es encontrar formas de controlar la formación de biopelículas en dispositivos médicos como catéteres urinarios para mejorar los resultados para los pacientes. También estamos utilizando nuestros modelos para estudiar el desarrollo de la resistencia a los antimicrobianos en las comunidades bacterianas para responder preguntas sobre cómo surge esto y qué podemos hacer para prevenirlo.

[Narrador] Para comenzar, inserte un catéter de Foley en la cámara central de vidrio del modelo de vejiga in vitro y asegure el catéter en su lugar después de inflar el globo con la jeringa de agua estéril provista. Luego, conecte la bolsa de desechos al puerto del catéter antes de conectar el dispositivo modelo de vejiga in vitro al depósito AUM. Ahora, coloque los modelos de vejiga in vitro en soportes de sujeción. Conecte el tubo del circuito de medios a la bomba peristáltica y asegure las bolsas de residuos en los soportes colocados debajo de los modelos. Conecte la cámara exterior del modelo de vejiga a un baño de agua circulante con un tubo de silicona. Ponga el baño de agua a calentar a 37 grados centígrados y encienda los circuladores del tanque. Esterilice el modelo de vejiga in vitro con etanol al 70%. Retire el tapón en la entrada del medio para que la cámara interior sea accesible. Con una pipeta serológica, retire 10 mililitros de AUM del volumen del modelo de vejiga. Inocular los modelos de vejiga in vitro a través de la cámara central utilizando toda la suspensión normalizada de 10 mililitros y mezclar bien. Con la pipeta, retire 10 mililitros de la muestra inoculada de la cámara central y alícuotas en un tubo universal de 15 mililitros para ensayos posteriores. Después de descontaminar las superficies externas, vuelva a colocar el tapón y reanude brevemente el flujo de medios para asegurarse de que el nivel de AUM en la cámara central llegue al orificio del ojo, luego detenga el flujo. Después de una hora de incubación, encienda el flujo de medios con la bomba peristáltica para comenzar a ejecutar los modelos de vejiga in vitro. Después de descontaminar el tapón modelo vejiga, retírelo para acceder a la cámara central. Con una pipeta serológica, mezcle suavemente el contenido de la cámara central, evitando la punta del catéter y el balón. Luego, retire un mililitro de la muestra con una pipeta y alícuota en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitros para diluciones en serie. Mida el pH de la muestra restante con un medidor de pH. Desconecte la bolsa de desechos del catéter y drene cualquier orina residual del modelo desinflando el globo. Retire el catéter de la parte inferior del modelo con pinzas estériles. Ahora, coloque el catéter extraído en una tabla estéril y, con un bisturí estéril, corte el catéter en los puntos requeridos para la sección. Con pinzas estériles, sumerja la sección del catéter tres veces en PBS estéril para eliminar las células no adherentes e incube la sección del catéter preparada en tripsina al 0,25% a 37 grados centígrados durante 30 minutos. Después de la incubación, sonique la solución que contiene el catéter durante 10 minutos. Usando la técnica aséptica, inserte el extremo de la jeringa que contiene el agente lubricante en el cuello del modelo de vejiga e inyecte cinco mililitros de gel. Gire el modelo para asegurarse de que la base esté cubierta uniformemente con gel. Para insertar un catéter de Foley en el modelo, empuje la punta del catéter a través del gel y asegúrelo después de llenar el globo como de costumbre. Conecte el modelo al resto de la configuración. Luego, llene la luz del modelo con orina hasta que comience a drenar a través del orificio ocular del catéter. Tan pronto como la orina comience a drenar, detenga la bomba para evitar la pérdida de gel antes de la inoculación. En el momento de encender la bomba después de las inoculaciones, coloque las diluciones en placas para los recuentos de unidades formadoras de colonias. Si usa una bolsa de irrigación individual, desconecte la bolsa de desechos del catéter y use la tapa provista con la bolsa para sellar la bolsa de desechos. Coloque inmediatamente la bolsa de solución de irrigación en el catéter y, con una ligera presión, apriete el producto en la luz central siguiendo las instrucciones del fabricante durante 15 minutos. Una vez que se complete el tiempo de tratamiento recomendado, deje que la solución residual drene de la cámara interna a través del orificio ocular del catéter hacia la bolsa de irrigación, luego desconecte la bolsa. Esterilice el puerto de drenaje del catéter y el puerto de conexión de la bolsa de residuos con etanol al 70% antes de volver a conectarlos. Para finalizar el experimento, apague el flujo del baño de agua y desconecte el circuito de medios y el tubo del circuito del baño de agua de los modelos de vejiga in vitro. Después de quitar los tapones, recoja todo el volumen de orina residual, drene las bolsas de desechos y deseche cualquier medio residual. Luego, desconecte las bolsas de desechos del catéter del puerto del catéter y deséchelas. Finalmente, con una jeringa, desinfle lentamente los globos del catéter antes de retirar los catéteres de los modelos. Después de inocular el modelo de vejiga, el tiempo de bloqueo se extendió significativamente en la cepa mutante mini-Tn5 de Proteus mirabilis en comparación con la cepa de tipo salvaje, lo que indica una formación reducida de biopelículas. Las unidades formadoras de colonias planctónicas por mililitro en el momento del bloqueo se redujeron significativamente en la cepa mutante mini-Tn5 en comparación con el tipo salvaje. La tinción de violeta cristalina demostró que los aislados de Proteus mirabilis pasados en clorhexidina exhibieron una reducción significativa en la biomasa de biopelícula en comparación con los que pasaron sin clorhexidina. El tratamiento de modelos de vejiga in vitro con irrigación con clorhexidina al 0,02% extendió significativamente el tiempo hasta el bloqueo y redujo las unidades formadoras de colonias planctónicas por mililitro en comparación con los controles no tratados y tratados con solución salina.