Visualización de rayos X de infusión ablativa basada en etanol intraductal para la prevención del cáncer de mama en modelos de conejo

El cáncer de mama es la segunda causa principal de muerte relacionada con el cáncer. Si bien hay pocas intervenciones proactivas para las mujeres de riesgo promedio, la mastectomía profiláctica y la terapia hormonal son opciones disponibles para las mujeres de riesgo alto. Sin embargo, debido a los graves efectos secundarios negativos de estas opciones preventivas, muchas mujeres de alto riesgo optan por no tomarlas.

Por lo tanto, se necesita una nueva estrategia de prevención para las personas de alto riesgo. Hemos desarrollado una técnica de administración intraductal para la ablación de las células epiteliales de la memoria de las que surge el cáncer de mama como una alternativa local y menos invasiva a la mastectomía. Nuestro estudio anterior ha demostrado la eficacia de la infusión intraductal única de etanol al 70% para prevenir la formación de cáncer de mama en un modelo de ratón agresivo.

Pudimos ampliar este procedimiento a un modelo de rata y confirmar mediante micro CT el éxito de la infusión. Aunque hemos demostrado el relleno y las imágenes de rayos X in vivo del árbol ductal en modelos de ratones y ratas, estos modelos solo tienen un árbol ductal por glándula mamaria. Por lo tanto, en este procedimiento, abordaremos la escalabilidad de esta técnica en un modelo de conejo con un sistema de árbol de conductos múltiples.

Los conejos proporcionan un modelo intermedio práctico y relevante de animales grandes para la aplicación traslacional de este procedimiento ablativo de ID a los humanos. Brevemente, comenzamos preparando al animal para el procedimiento quitando el pelaje que rodea los pezones a inyectar, luego se realizan infusiones intraductales y, después de cada infusión, se toma una imagen de fluoroscopia de rayos X para asegurarse de que el árbol ductal se haya llenado. Por último, se realiza un análisis de tejidos para determinar la tasa de éxito de la solución ablativa.

Sedar al conejo 20 minutos antes de la administración de isoflurano inyectando anestesia por vía intramuscular. Usamos ketamina y xilacina. Inyecte una analgesia después de que se muestren signos clínicos de sedación.

Usamos ketoprofeno. Coloque el conejo en la mesa de imágenes forrada con una manta de agua tibia recirculante e intubar al conejo usando el tubo de intubación del tamaño adecuado que luego se conecta a una máquina de isoflurano. El tamaño del tubo depende del peso del conejo, pero no siempre es preciso, por lo que es una buena práctica tener varios tamaños a mano.

Se puede usar una máscara en lugar del tubo de intubación si no puede obtener un sello adecuado. Inserte un catéter venoso de calibre 25 en la oreja del conejo para permitir la administración de medicamentos de emergencia. Una vez que el conejo haya sido completamente anestesiado, afeite el abdomen caudal alrededor del segundo y tercer par de pezones.

Una aspiradora inalámbrica puede ayudar a mantener limpio el sitio de infusión. Una vez eliminado la mayor parte del vello, aplique crema depilatoria alrededor del área de los pezones y retírela con una gasa humedecida después de 15 segundos de aplicación. Confirme una buena visibilidad y acceso al área de los pezones y repita si es necesario.

Limpie el área con gasas de clorhexidina para limpiar el lugar de la inyección antes de la canulación. Los conejos pueden tener un tapón que sobresale de la abertura ductal que puede impedir la canulación exitosa del pezón si no se quita. Retire suavemente la capa de piel sobre las aberturas ductales con pinzas de punta fina.

Inserte una aguja de calibre 28, con el lado biselado hacia arriba, en el costado de la tetina e infunda lentamente 0,2 mililitros de solución salina estéril al 0,9%. Algo de solución salina puede salir de las aberturas ductales. Esto permitirá una mejor visualización de las aberturas ductales durante la canulación.

Prepare la línea de extensión de 12 pulgadas para la canulación utilizando una técnica aséptica. Limpie la superficie del banco con etanol y póngase cuidadosamente guantes estériles. Retire las tapas protectoras en ambos extremos de la línea de extensión.

Aspire un mililitro de solución ablativa preparada con una jeringa Luer-Lok de un mililitro. Coloca con cuidado la jeringa en el extremo alado femenino, luego coloca con cuidado una aguja de punta roma de calibre 27 en el extremo opuesto. Empuje lentamente la solución a través de la línea hasta que salga un chorro constante de solución de la aguja.

Ten cuidado de no inclinar la jeringa, ya que esto hará que se formen burbujas de aire. Sostenga la tetina suavemente con el pulgar y el índice y levántela ligeramente para la infusión intraductal. Canula con cuidado el conducto de interés con una aguja de punta roma de calibre 27.

Una lámpara de aumento de 10X puede ayudar en la visualización de las aberturas ductales. Infunda lentamente la solución para minimizar el daño potencial causado por los fluidos que se mueven rápidamente dentro del conducto. Por lo general, hay un investigador que canula y sostiene la aguja mientras un segundo investigador sostiene la jeringa y empuja el émbolo a la velocidad deseada.

Omnipaque es un agente de contraste a base de yodo aprobado por la FDA que nos permite ver el árbol ductal bajo imágenes de fluoroscopia de rayos X. Esto nos permite ver un árbol ductal que se llena con una solución ablativa en tiempo real y detener la entrega cuando la solución llega a los extremos del árbol ductal. Las imágenes de fluoroscopia también proporcionan una confirmación rápida y fácil del llenado exitoso de todo el árbol ductal inmediatamente después de la infusión.

En esta sesión en vivo de una infusión en el tercer conducto, puede ver que los conductos 1 y 2 ya se han infundido. Estas imágenes en vivo guían para maximizar el llenado del árbol ductal. Una vez finalizado el procedimiento, comience a recuperar el conejo administrando un agente de reversión por vía intramuscular.

En nuestro caso, usamos atipamezol. Los signos de recuperación incluyen masticación y espasmos nasales. Asegúrese de que el conejo pueda mantenerse erguido antes de dejar que se recupere por sí solo.

Administre ketoprofeno por vía subcutánea durante al menos tres días después del procedimiento para ayudar a reducir la inflamación y minimizar las cicatrices. La tinción de hematoxilina y eosina, o más comúnmente conocida como tinción H&E, es la tinción más utilizada en histología. Con esto, podemos ver las cuatro aberturas ductales y las vías ductales dentro de la glándula mamaria.

En nuestros experimentos, probamos una gama de soluciones con una concentración de etanol del 10 al 70%. Con base en este rango de concentraciones, podemos ver que una solución ablativa con menos del 10% de etanol aún puede ablacionar eficientemente el árbol ductal en comparación con un mayor porcentaje de etanol. Estos resultados indican que esta solución ablativa de etanol al 10% más baja debe priorizarse para estudios posteriores.

Describimos un procedimiento para la infusión guiada por imágenes en el sistema de árbol ductal de la glándula mamaria del conejo. Demostramos la infusión controlada de un agente de contraste de rayos X que contiene una solución ablativa a base de etanol en todas las aberturas de los pezones mediante imágenes en tiempo real por fluoroscopia y confirmamos la tasa de ablación de células epiteliales y el daño tisular mediante análisis histológico. Este procedimiento proporciona un paso hacia la escalabilidad de un método menos invasivo para la prevención primaria del cáncer de mama como alternativa a la mastectomía profiláctica.

Este protocolo utiliza instrumentos, reactivos y materiales para la infusión guiada por fluoroscopia de una solución ablativa a base de etanol que contiene Omnipaco que es compatible con la práctica clínica actual para la visualización de árboles ductales. Por lo tanto, el procedimiento descrito podría implementarse y evaluarse fácilmente en los primeros ensayos clínicos en humanos.