Name: Visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de Evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Aprende a evaluar la integridad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos mediante el tinte azul de Evans. Este protocolo simple y económico permite análisis cualitativos y cuantitativos de la disrupción neurovascular en modelos de enfermedad.

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Este protocolo fue seguido y permitido por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Islámica Internacional de Malasia (IIUM), con referencia a la aprobación de ética animal (ref. no.: IIUM/504/14/2/IACUC).
1. Prepare la solución madre de tinte azul Evans
<ol>
	<li>Disuelva 0,1 g de colorante EB en 10 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) 1x para preparar una solución madre al 1% (p/v). Mezclar bien hasta que el tinte se disuelva por completo. PRECAUCIÓN: EB está categorizado como carcinógeno de categoría 1B. Evite el contacto directo con la piel y los ojos. Use ropa protectora, guantes, gafas de seguridad y un respirador contra el polvo. Evite inhalar polvo y siga las instrucciones de manejo del fabricante. No deseche el tinte Evans Blue (sólido o solución) en el fregadero. Conserve los residuos en los envases originales etiquetados. Deseche de acuerdo con las regulaciones nacionales y locales de desechos peligrosos.</li>
	<li>Filtre la solución con un filtro de jeringa de 0,45 μm. Recoja el filtrado en un tubo centrífugo estéril de 15 ml. Envuelva el tubo en papel de aluminio y guárdelo a 4 °C. NOTA: También se puede utilizar un filtro de tamaño de poro más pequeño (por ejemplo, 0,2 μm). La solución madre se puede almacenar a 4 ° C durante un máximo de dos semanas, o a -20 ° C durante un mes, y se recomienda la alícuota para minimizar los ciclos repetidos de congelación y descongelación cuando se almacena congelada.</li>
</ol>
2. Administrar el tinte Evans Blue al pez cebra adulto
<ol>
	<li>Anestesiar al pez cebra mediante shock hipotérmico bajando gradualmente la temperatura del agua de 12 °C a 7 °C, hasta que el pez ya no responda a los estímulos táctiles. NOTA: La reducción gradual de la temperatura se puede lograr agregando pequeñas cantidades de hielo picado al agua lentamente durante varios minutos, lo que permite que la temperatura disminuya progresivamente. La inmersión en tricaína también es un método anestésico alternativo adecuado.</li>
	<li>Inyecte 20 μL de colorante EB al 1% en la cavidad intraperitoneal (IP) con una jeringa de insulina de 31 G. Aplique una presión suave en el lugar de la inyección durante 10 s para evitar el reflujo. NOTA: La cavidad intraperitoneal del pez cebra se encuentra posterior a la cintura pélvica. Para aumentar la tasa de éxito de la administración de EB, ayune los peces durante 24 h antes de la inyección. Esto vaciará la cavidad abdominal para proporcionar un mejor acceso y precisión al espacio intraperitoneal.</li>
	<li>Transfiera el pescado a un tanque de recuperación y deje que se recupere durante 30 min. Monitoree las lesiones, la mortalidad o los cambios de comportamiento. NOTA: Para ayudar al pez cebra con la recuperación, use una temperatura del agua ligeramente reducida (20-24 ° C) para que el tanque de recuperación proporcione un efecto anestésico suave y ayude a adormecer las posibles molestias posteriores a la inyección. Los peces inyectados exhibirán un tono azul, lo que indica una circulación exitosa del tinte (Figura 1).</li>
	<li>Después de 30 min, sacrificar a los peces mediante shock hipotérmico a 1 °C a 3 °C. Luego, decapita al pez con una cuchilla estéril o unas tijeras quirúrgicas. NOTA: Para ayudar en la disección cerebral más adelante, deje carne extra detrás de la cabeza al decapitar.</li>
	<li>Enjuague la cabeza dos veces en 1x PBS (proporción de pescado a PBS de 1:20) para eliminar el exceso de sangre y el tinte EB. NOTA: Un lavado insuficiente puede dar lugar a resultados falsos positivos y comprometer la precisión del análisis. Para evitar esto, lave bien el tejido cerebral al menos dos veces con 1x PBS, asegurándose de eliminar toda la sangre visible y el tinte que fluye libremente. Si queda algún resto de tinte, se recomienda encarecidamente un tercer lavado.</li>
	<li>Fije la cabeza en paraformaldehído (PFA) al 4% a 4 ° C durante la noche (proporción de pescado a fijador de 1:20). No se requiere agitación durante la fijación, ya que el pequeño tamaño de la cabeza del pez cebra y el volumen suficiente de fijación permiten una penetración efectiva en condiciones estáticas. PRECAUCIÓN: El PFA es dañino si se ingiere, inhala o entra en contacto con la piel. Prepare la solución de PFA bajo una campana extractora. Utilice el equipo de protección personal adecuado y evite la inhalación de polvo. Siga todas las pautas de seguridad según el fabricante. Trate los PFA como desechos peligrosos. Evite tirarlo por el desagüe. Recoja y etiquete los desechos en contenedores sellados y deséchelos de acuerdo con las regulaciones locales y nacionales.</li>
	<li>Diseccionar el cerebro del pez cebra<ol>
		<li>Coloque la cabeza fija en una placa de Petri limpia y diseccione el cerebro como se describió anteriormente15, usando pinzas de punta puntiaguda. Agregue continuamente 1x PBS gota a gota durante la disección para mantener el tejido hidratado y evitar que se seque.</li>
		<li>Prepare la placa de agarosa disolviendo 1 g de agarosa en 100 ml de agua destilada. Caliéntalo en el microondas hasta que esté completamente derretido, viértelo en una placa de Petri y deja que se solidifique.</li>
		<li>Enjuague el cerebro diseccionado dos veces en dos baños separados de 1x PBS. Luego, coloque el tejido en una placa de agarosa al 1% para retener la humedad y evitar que se encoja. NOTA: Un lavado insuficiente puede dar lugar a resultados falsos positivos y comprometer la precisión del análisis. Para evitar esto, lave bien el tejido cerebral al menos dos veces con 1× PBS, asegurándose de eliminar toda la sangre visible y el tinte que fluye libremente. Si queda algún resto de tinte, se recomienda encarecidamente un tercer lavado.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig1.jpg"> 
Figura 1: Comparación de la coloración de la piel entre un pez cebra normal y uno inyectado con EB. (A) Pez cebra normal que muestra un tono de piel marrón típico. (B) Pez cebra inyectado EB que exhibe un tono azulado notable, lo que indica una circulación sistémica exitosa del tinte. Barra de escala = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Establecer un control positivo a través de una lesión por herida por arma blanca (SWI)
NOTA: La lesión por herida punzante rompe la BHE y permite la extravasación de EB en el sitio de la lesión.
<ol>
	<li>Anestesiar a los peces utilizando el método de choque hipotérmico (ver paso 2.1). Una vez anestesiado, inyecte 20 μL de colorante EB al 1% y deje que el pez se recupere durante 30 min como se describe en los pasos 2.2 y 2.3.</li>
	<li>Después de un período de recuperación de 30 minutos, prepare una aguja estéril de 31 G conectada a una jeringa de insulina y realice un procedimiento de lesión por herida de arma blanca de la siguiente manera:<ol>
		<li>Anestesiar al pez nuevamente.</li>
		<li>Coloque el pescado en posición vertical sobre una superficie plana y fría (por ejemplo, una bolsa de gel de hielo). Inserte la aguja en un lado del telencéfalo en un ángulo de 90° a una profundidad que no exceda de 1,5 mm (Figura 2). NOTA: Para evitar el contacto directo de la piel con la bolsa de gel de hielo y evitar posibles daños en la piel, coloque una capa de gasa o toalla de papel entre el pescado y la superficie fría (Figura 2). Alternativamente, el pescado se puede colocar en una placa de Petri poco profunda colocada encima de la compresa fría para mantener el enfriamiento sin contacto directo. Marque 1,5 mm en la aguja para evitar una penetración excesiva.</li>
		<li>Transfiera los peces a un tanque de recuperación y déjelos recuperar durante 30 min.</li>
		<li>Eutanasia, decapitación, reparación y disección del cerebro como se describe en los pasos 2.4 a 2.7.</li>
		<li>Para el control negativo, repita los pasos 2.1 a 2.7 usando 20 μL de 1x PBS en lugar de colorante EB.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69010/69010fig2.jpg"> 
Figura 2: Lesión por herida de arma blanca para control positivo. (A) Inserte brevemente una aguja 31G en el telencéfalo (círculo rojo) para facilitar la penetración del tinte EB en el tejido cerebral; Comparación lado a lado de un cerebro no lesionado y un cerebro apuñalado, (B) vista dorsal del sitio de la puñalada (círculo rojo), (C) vista lateral del sitio de la puñalada. Barra de escala = 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69010/69010fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
4. Análisis cualitativo de la extravasación de EB
<ol>
	<li>Observe los tejidos cerebrales disecados bajo un microscopio estereoscópico. Optimice la configuración de la imagen (zoom, balance de blancos, exposición, contraste, etc.) para garantizar la consistencia.</li>
	<li>Capture imágenes con una cámara montada en un microscopio y guárdelas en . TIFF. NOTA: Utilice configuraciones de imágenes idénticas para todas las muestras para garantizar la validez comparativa.</li>
</ol>
5. Análisis cuantitativo de la extravasación de EB
<ol>
	<li>Descargue e instale Fiji (un enlace para descargar el software está disponible en la Tabla de materiales). Abre la imagen en Fiji.</li>
	<li>Realice la deconvolución de color haciendo clic en: Imagen &gt; Color &gt; Deconvolución de color &gt; RGB, lo que da como resultado tres imágenes separadas que representan tonos rojos, verdes y azules. NOTA: Este paso aísla el tono azul de los otros componentes de color, asegurando que solo se mida la intensidad del tinte azul.</li>
	<li>Active la imagen del canal azul (generalmente etiquetada como "Color_3") haciendo clic en la imagen. Conviértalo a escala de grises de 8 bits haciendo clic en: Imagen &gt; Escriba &gt; 8 bits. NOTA: La conversión en escala de grises minimiza los artefactos de color y mejora el análisis basado en la intensidad.</li>
	<li>Mida la intensidad de gris de la imagen de 8 bits.<ol>
		<li>Establezca las medidas seleccionando: Analizar &gt; Establecer mediciones; seleccione Área y Valor de gris medio.</li>
		<li>Con la herramienta de selección de rectángulos, dibuje una región de interés (ROI) de tamaño uniforme y mida la intensidad de los grises seleccionando Analizar &gt; Medir o pulsando Ctrl + M. NOTA: Se debe utilizar el mismo tamaño de ROI en todas las muestras. Las dimensiones absolutas del ROI pueden variar según el aumento y la resolución de la imagen adquirida, por lo que los investigadores deben estandarizar el tamaño del ROI dentro de su conjunto de datos para garantizar la comparabilidad. Cada píxel de la imagen en escala de grises de 8 bits tiene un valor de intensidad que va de 0 a 255, donde 0 representa el negro puro, 255 representa el blanco puro y los valores intermedios representan varios tonos de gris.</li>
		<li>Para reducir el sesgo, extraiga de tres a cinco ROI dentro de las regiones anatómicamente consistentes del cerebro en todas las muestras. Evite las regiones con artefactos o tinciones inconsistentes. NOTA: La consistencia de la colocación se puede lograr haciendo referencia a puntos de referencia anatómicos y asegurando que el posicionamiento del ROI sea simétrico entre los grupos experimentales.</li>
		<li>Promedie los valores medios de gris de los ROI para cada imagen para obtener un único valor de intensidad por cerebro. Utilice este promedio para la comparación estadística entre grupos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Kadry, H., Noorani, B., Cucullo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+blood-brain+barrier+overview+on+structure%2C+function%2C+impairment%2C+and+biomarkers+of+integrity%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">A blood-brain barrier overview on structure, function, impairment, and biomarkers of integrity.</a> Fluids Barriers CNS. 17, 1-24 (2020).</li>
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<li>Yao, L., Xue, X., Yu, P., Ni, Y., Chen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evans+blue+dye%3A+A+revisit+of+its+applications+in+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Contrast+Media+Mol+Imaging%22%5BJournal%5D)">Evans blue dye: A revisit of its applications in biomedicine.</a> Contrast Media Mol Imaging. 2018 (1), 7628037(2018).</li>
<li>Goldim, M. P. S., Della Giustina, A., Petronilho, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Evans+blue+dye+to+determine+blood-brain+barrier+integrity+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Immunol%22%5BJournal%5D)">Using Evans blue dye to determine blood-brain barrier integrity in rodents.</a> Curr Protoc Immunol. 126 (1), e83(2019).</li>
<li>Razali, K., Kumar, J., Mohamed, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+the+adult+zebrafish+model+of+Parkinson%27s+disease%3A+a+systematic+review+of+dynamic+changes+in+behavior+and+physiology+post-MPTP+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Characterizing the adult zebrafish model of Parkinson's disease: a systematic review of dynamic changes in behavior and physiology post-MPTP administration.</a> Front Neurosci. 18, 1432102(2024).</li>
<li>Lopez-Ramirez, M. A., Calvo, C. F., Ristori, E., Thomas, J. L., Nicoli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+adult+zebrafish+brain-derived+neurospheres%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of adult zebrafish brain-derived neurospheres.</a> J Vis Exp. (108), e53617(2016).</li>
<li>Al-Bachari, S., Naish, J. H., Parker, G. J., Emsley, H. C., Parkes, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+leakage+is+increased+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier leakage is increased in Parkinson's disease.</a> Front Physiol. 11, 593026(2020).</li>
<li>Gray, M. T., Woulfe, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Striatal+blood-brain+barrier+permeability+in+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Striatal blood-brain barrier permeability in Parkinson's disease.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 35 (5), 747-750 (2015).</li>
<li>Hourfar, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+%CE%B1-synuclein+aggregates+on+blood-brain+barrier+integrity+in+the+presence+of+neurovascular+unit+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">The impact of α-synuclein aggregates on blood-brain barrier integrity in the presence of neurovascular unit cells.</a> Int J Biol Macromol. 229, 305-320 (2023).</li>
<li>Olmedo-Díaz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+altered+blood-brain+barrier+contributes+to+brain+iron+accumulation+and+neuroinflammation+in+the+6-OHDA+rat+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">An altered blood-brain barrier contributes to brain iron accumulation and neuroinflammation in the 6-OHDA rat model of Parkinson's disease.</a> Neuroscience. 362, 141-151 (2017).</li>
<li>Ravenstijn, P. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+blood-brain+barrier+transport+and+CNS+drug+metabolism+in+diseased+and+control+brain+after+intravenous+L-dopa+in+a+unilateral+rat+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Fluids+Barriers+CNS%22%5BJournal%5D)">Evaluation of blood-brain barrier transport and CNS drug metabolism in diseased and control brain after intravenous L-dopa in a unilateral rat model of Parkinson's disease.</a> Fluids Barriers CNS. 9, 1-14 (2012).</li>
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<li>Hosseini, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+phenotypic+sex+classification+of+zebrafish+using+machine+learning+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Evol%22%5BJournal%5D)">Efficient phenotypic sex classification of zebrafish using machine learning methods.</a> Ecol Evol. 9 (23), 13332-13343 (2019).</li>
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<li>Nishimura, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+novel+indoline+derivative+for+in+vivo+fluorescent+imaging+of+blood-brain+barrier+disruption+in+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Identification of a novel indoline derivative for in vivo fluorescent imaging of blood-brain barrier disruption in animal models.</a> ACS Chem Neurosci. 4 (8), 1183-1193 (2013).</li>
<li>Schoknecht, K., Eilers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain-to-blood+transport+of+fluorescein+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Brain-to-blood transport of fluorescein in vitro.</a> Sci Rep. 14 (1), 25572(2024).</li>
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<li>Hamilton, N., Allen, C., Reynolds, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+MRI+brain+studies+in+live+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22NMR+Biomed%22%5BJournal%5D)">Longitudinal MRI brain studies in live adult zebrafish.</a> NMR Biomed. 36 (7), e4891(2023).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Agarosa en polvo</td><td>Vivantis</td><td>PC0701</td><td></td></tr><tr><td>El tinte azul de Evan</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Imagen de FijiJ</td><td>Institutos Nacionales de Salud, EE. UU.</td><td></td><td>Enlace para descargar: https://imagej.net/software/fiji/downloads</td></tr><tr><td>Cámara de microscopio</td><td>ShenZhen Hayear Electronics Co. Ltd.</td><td>HY-500M</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído (PFA) en polvo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>158127</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4417</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de sodio (NaCl)</td><td>Productos químicos HmbG</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Estereomicroscopio</td><td>Corporación Olympus</td><td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>Unidad de filtro de jeringa, 0.45&micro; m</td><td>Merck Millipore&nbsp;</td><td>SLHV004SL</td><td></td></tr></tbody></table>

visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos

Visualizing the Gatekeeper: Evan's Blue Dye-Based Assessment of Blood-Brain Barrier Permeability in Adult Zebrafish

Este protocolo se probó en un modelo de pez cebra parkinsoniano. El compromiso de la BHE es un fenómeno bien documentado en pacientes con EP 16,17,18 y en varios modelos animales parkinsonianos 19,20,21. Para investigar la integridad de la BHE en el modelo parkinsoniano de pez cebra adulto, se comparó la extravasación de colorante EB en...

Visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de Evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos

The Blood-Brain Barrier (BBB) is a semi-permeable interface that maintains central nervous system (CNS) homeostasis by regulating the movement of ...

visualizing-gatekeeper-evan-s-blue-dye-based-assessment-blood-brain

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Se describe una medición vivo animal entero cuantitativo para la permeabilidad del cerebro embrionario de pez cebra. La técnica analiza la capacidad de retener el líquido cefalorraquídeo y moléculas de diferentes pesos moleculares dentro del lumen del tubo neural y cuantifica su movimiento de salida de los ventrículos. Este método es útil para determinar las diferencias en la permeabilidad epitelial y maduración durante el desarrollo y la enfermedad.

Un ensayo para la permeabilidad del neuroepitelio embrionario de pez cebra

Presentamos un método novedoso para la microsondaje de peces cebra larvales que utiliza equipos estándar de microinyección de embriones y estereomicroscopía. Demostramos que el microsondaje es una técnica segura y eficiente, útil para administrar cantidades controladas de diversos materiales directamente en la luz intestinal de larvas de pez cebra.

Microgavage de larvas de pez cebra

Este vídeo muestra un procedimiento para evaluar la alteración de la barrera hematoencefálica en un modelo de ratón EAE. Los tintes fluorescentes de diferentes tamaños se inyectan retroorbitalmente y circulan a través de los vasos sanguíneos del cerebro. El tinte más pequeño se filtra a través de los espacios en el tejido cerebral, mientras que el tinte más grande ingresa solo si la interrupción es grave, lo que se correlaciona con el grado del daño de la barrera.

Determinación de la disrupción de la barrera hematoencefálica mediante colorantes fluorescentes en un modelo de ratón EAE

Hematoencefálica interrupción de la barrera ayuda a la entrega de ciertos medicamentos para el cerebro. Manitol entregado intraarterial células se contrae los vasos sanguíneos circundantes con el fin de perturbar físicamente la barrera.

Modelo de rata de ruptura de la barrera sangre-cerebro para permitir dirigida Therapeutics neurovascular

El objetivo del presente estudio fue validar la reproducibilidad de un modelo de acreditación in vitro que implica una rata singénico co-cultivo de células endoteliales y astrocitos. La monocapa de células endoteliales presentan alta y baja permeabilidad TEER LY. La expresión de proteínas TJ específicos, se evaluaron las respuestas funcionales a la inflamación y la funcionalidad de los transportadores y los receptores.

Establecimiento de un<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo de Rata barrera hematoencefálica (BBB): Un Enfoque en la acreditación Impermeabilidad y transporte mediado por los receptores

Aquí presentamos un ensayo de permeabilidad vascular de cerebro de ratón mediante inyección intraperitoneal de trazadores fluorescentes seguido de perfusión que es aplicable a los modelos animales de disfunción de la barrera blood - brain. Una hemi-cerebro se utiliza para evaluar cuantitativamente la permeabilidad y el otro para tracer visualización/immunostaining. El procedimiento toma 5-6 h por 10 ratones.

Un en Vivo Barrera Blood - brain permeabilidad ensayo en ratones usando fluorescencia etiquetada trazadores

La integridad de la barrera hematoencefálica es fundamental para la función del sistema nervioso. En Drosophila melanogaster, la barrera hematoencefálica se forma por células gliales durante la embriogénesis tardía. Este protocolo describe los métodos para el ensayo para la formación y el mantenimiento de barreras hematoencefálicas en embriones D. melanogaster y larvas de tercera estrella.

Ensayo para la integridad de la barrera hematoencefálica en Drosophila melanogaster

Aquí presentamos un método para obtener imágenes del cerebro embrionario del pez cebra in vivo hasta etapas larvales y juveniles. Este procedimiento microinvasivo, adaptado de enfoques electrofisiológicos, proporciona acceso a detalles celulares y subcelulares de neuronas maduras y se puede combinar con estudios optogenéticos y neurofarmacológicos para caracterizar la función cerebral y la intervención farmacológica.

Imágenes in vivo de tejido cerebral completamente activo en larvas y juveniles de pez cebra despiertos mediante la extirpación del cráneo y la piel

Este protocolo demuestra la microinyección de lipopolisacárido en la región ventricular cerebral en un modelo larvario de pez cebra para estudiar la respuesta neuroinflamatoria resultante y la neurotoxicidad.

Microinyecciones ventriculares cerebrales de lipopolisacárido en larvas de pez cebra para evaluar la neuroinflamación y la neurotoxicidad

Se presenta un protocolo para evaluar si los pequeños VE (sEV) aislados de explantes placentarios cultivados en condiciones hipóxicas (modelando un aspecto de la preeclampsia) alteran la barrera hematoencefálica en ratones hembra adultos no preñados.

Alteración de la barrera hematoencefálica del ratón por pequeñas vesículas extracelulares de placentas humanas hipóxicas

Se desarrolló un método para visualizar la extravasación del tinte debido a la ruptura de la barrera hematoencefálica (BBB) mediante la administración de dos tintes fluorescentes a ratones en diferentes puntos de tiempo. El uso de glicerol como crioprotector facilitó la inmunohistoquímica en la misma muestra.

Evaluación de la ruptura de la barrera hematoencefálica en un modelo de ratón de lesión cerebral traumática leve

Aprende a evaluar la integridad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos mediante el tinte azul de Evans. Este protocolo simple y económico permite análisis cualitativos y cuantitativos de la disrupción neurovascular en modelos de enfermedad.

Visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de Evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos (Video) | JoVE Journal

Visualizando al guardián: evaluación basada en el tinte azul de Evan de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica en peces cebra adultos

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