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1. Sang périphérique de cellules mononucléaires (PBMC) isolement
- Obtenir un échantillon de sang - le sang doit être recueilli dans des seringues ou des tubes de sang et d'anti-coagulant par l'héparine (1:50 ratio) pour empêcher la coagulation. Attendez-vous à un rendement d'environ 1 × 10 6 PBMC par ml de sang - environ 40% de ce qui sera CD4 positifs (CD4 +) des cellules T.
- Aliquoter le sang dans 50 ml tubes coniques, 25 ml par tube. Si le sang a séparé, mélanger délicatement avant d'aliquotage de distribuer le plasma
- Ajouter PBS, portant le volume total à 40 ml et sous-couche en dressant 11 ml de Ficoll, en insérant dans le tube de sang, et en enlevant soigneusement la pipette aide de la pipette. Le Ficoll va s'écouler lentement dans le fond du tube. Une fois le niveau a égalisé, lentement retirer la pipette du tube de sang et le jeter.
- Boucher les tubes de sang et se déplacer dans les bidons Aerosolve. Refermez les bidons et centrifuger à 900 g pendant 20 minutes - sans frein. Il est essentiel qu'aucun frein est appliqué à la fin de ce spin comme la force de freinage va perturber la couche de cellules.
- Après le spin, les PBMC devrait former une couche distincte blanc entre le plasma jaune (dessus) et ficoll transparent (ci-dessous). Doucement écumer blanche couche de cellules de sang en utilisant une pipette de transfert et le transfert dans un nouveau tube. Certains plasma et Ficoll peut être établi avec les PBMC, mais il faut éviter l'élaboration de toute la couche de globules rouges. Typiquement deux tubes de sang peuvent être combinés en un seul tube de cellule à cette étape pour augmenter la taille de granules.
- Ajouter PBS, portant le volume total de 50 ml et centrifuger à 500 xg pendant 15 minutes - frein faible en bonbonnes aerosolve.
- Aspirer le liquide à l'aide d'une pipette Pasteur, en prenant soin de ne pas perturber le culot
- Traiter avec le tampon hémolytique en ajoutant 5-6 ml dans chaque tube et mélanger délicatement pour enlever les grumeaux. Incuber pendant pas plus de 5 minutes.
- Ajouter PBS, portant le volume total de 50 ml et centrifuger à 230 xg pendant 10 minutes - frein faible. Bonbonnes Aerosolve ne sont plus nécessaires pour ces rotations plus lentes.
- Laver deux fois: liquide Aspirer à l'aide d'une pipette Pasteur, remplir le tube avec du PBS et centrifuger à 230 g pendant 10 minutes.
- Préalablement à l'étape de lavage final, retirer une partie aliquote de remise en suspension des cellules, diluer avec du bleu trypan, et compter à l'aide d'un hémocytomètre. Ce nombre de cellules va dicter les volumes de réactifs utilisés dans l'étape de séparation des cellules T.
2. CD4 + T * la séparation des cellules
- Aspirer le liquide et ajouter de tampon cours d'exécution pour porter le volume total de 40 ul par 10 millions de cellules. Habituellement, cela nécessite 30 uL de tampon plus le volume résiduel de granules.
- Transférer ce volume à un tube de 15 ml conique.
- Ajouter cocktail d'anticorps à partir du kit d'isolation CD4 - 10 ul par 10 millions de cellules, le tube de la PAC, et le placer sur la glace pendant 10 minutes
- Retirer le tube de la glace, enlever le bouchon, et ajouter 30 uL de courir tampon par 10 millions de cellules
- Ajouter les billes magnétiques à partir du kit d'isolation CD4 - 20 ul par 10 millions de cellules, le tube de la PAC, et le placer sur la glace pendant 15 minutes
- Ajouter dix volumes de tampon de courir pour se laver et centrifuger à 230 g pendant 10 minutes.
- Pendant la rotation, mis en place l'aimant et 5 ml tube en polypropylène dans votre espace de travail
- Aspirer le liquide du culot cellulaire, ajouter 2 mL de tampon course et enlever les amas en utilisant une pipette de transfert
- Utilisation de la pipette de transfert même, le transfert des cellules dans le tube de 5 ml et incuber dans l'aimant pendant 15 minutes
- Décanter avec précaution le CD4 + fraction de cellules dans un tube de 15 ml marqués par l'inversion de l'aimant et la vidange tous sauf la dernière goutte
- Ajouter encore 2 ml de tampon de course au tube de 5 ml et retirer de l'aimant
- Rincer délicatement les cellules CD4 sur les côtés du tube et transférer dans un tube de 15 ml a marqué
- Ajouter 2 mL de milieu de cellules T dans chaque tube, enlever aliquotes pour le comptage des cellules et centrifuger à 230 g pendant 10 minutes.
- Diluer aliquotes de cellules au bleu trypan et compter à l'aide d'un hémocytomètre. Ces globules dictera le nombre de puits utilisés pour l'étape de culture d'expansion.
* Alternativement, des colonnes et des perles de MACS (Miltenyi Biotec), le séparateur de cellules Automacs (Miltenyi Biotec), ou séparateur de cellules Robosep (technologies de cellules souches) peuvent être utilisés selon les instructions du fabricant en place d'étapes de 02.02 à 02.11.
3. Dans la culture in vitro d'extension
- Aspirer le liquide de la CD4 + et de cellules CD4 granulés et, sur la base des numérations cellulaires, ajouter les milieux de culture (généralement 3.000.000 cellules CD4 + par ml et 10 millions de CD4 des cellules par mL fonctionne bien pour la mise en place de la culture). La culture d'expansion nécessite 3 à 5.000.000 de CD4 des cellules par puits et de 2 à 3.000.000 cellules CD4 + par puits dans un volume total de 1 ml de milieux de culture dans une plaque 48 puits de culture. Typiquement, les cellules CD4 + sont la population en limitant
- Si désiré, irradier les cellules CD4 (5000 Rad s). Aliquoter CD4 des cellules dans le nombre approprié de puits sur une plaque 48 puits en ajoutant 300 à 500 uL de chacun. Placer la plaque dans un incubateur à 37 ° C pendant 1 heure. Les adhérents de CD4 des cellules serviront cellules présentatrices d'antigènes dans la culture d'expansion.
- Retirer la plaque de l'incubateur.
- Laver les puits en ajoutant 500 ul de milieux frais et délicatement aspiration et refoulement de 12 à 20 fois en utilisant une pipette de transfert et la suppression de tous les liquides. Ce lavage laissera derrière une couche de cellules antigène présentant adhérente.
- Quand le lavage est terminé, ajoutez les médias juste assez pour mouiller le fond de chaque puits (environ 100 uL) - sinon, les cellules adhérentes se dessèchent
- Ajouter 2 à 3.000.000 cellules CD4 + à chaque puits. Si nécessaire, ajouter des supports supplémentaires pour porter le volume total dans chaque puits jusqu'à 1 ml.
- Ajouter le peptide désiré à chaque puits. La concentration typique pour la stimulation est de 10 ug / ml final.
- Placez la plaque dans un incubateur à 37 ° C pendant 7 jours.
- Après 7 jours, ajouter 50 ul de Hemogen IL-2 (ou équivalent, tels que IL-2 recombinante, 10 UI / mL) dans chaque puits.
- Sur chaque journée subséquente, de surveiller la croissance des cellules à l'aide d'un microscope. Flux des puits qui ne sont pas encore confluentes en supprimant la moitié des médias, en ajoutant des milieux frais et 50 uL d'IL-2. Fractionner puits confluentes par remise en suspension des cellules, le déplacement de la moitié des cellules d'un puits vide, en ajoutant des milieux frais et 50 uL d'IL-2. Retour aux cellules de l'incubateur.
- Les cellules en expansion sera prête pour tétramère, après 13-15 jours de culture.
4. Visualisation des cellules T par coloration tétramère
- Achat ou assembler tétramères pour correspondre à la combinaison de peptides / CMH qui correspondent aux cellules CD4 + stimulés cellules T (voir la discussion des sources de réactifs tétramère). Tétramères devrait être ~ 0,5 mg / ml solution.
- Retirer la plaque de l'incubateur
- Soigneusement prélever la moitié des médias de chaque puits
- Transférer une aliquote de cellules de chaque puits - typiquement 75 uL, soit environ 50 000 cellules - dans un tube de 5 ml en polystyrène FACS
- Ajouter tétramère - typiquement une ul par 50 uL volume total - et les placer dans 37 ° C incubateur pour 1-2 heures. Il est également conseillé de colorer une seconde portion aliquote de cellules de chaque puits avec un tétramère dépareillés comme contrôle négatif.
- Marquer les cellules avec des anti-CD3, anti-CD4, et des anticorps anti-CD25 en ajoutant 30 à 10 uL de chaque anticorps. Marqueurs d'anticorps supplémentaires ou alternatives peuvent être utilisées. Toutefois, ne pas utiliser des anticorps PE labellisés depuis ce canal doit être réservé pour les tétramères. A cette époque, aussi seule étiquette de couleur ou de contrôle isotype utilisant des cellules supplémentaires.
- Incuber les cellules d'anticorps marqués pendant 15-30 minutes sur la glace ou à 4 ° C.
- Laver chaque tube avec 0,5 à 2 ml de tampon courir et centrifuger à 230 g pendant 10 minutes.
- Soigneusement liquide décanter à partir des tubes FACS. Stockez tous les tubes dans un récipient couvert (de préférence sur la glace) pour l'analyse FACS ultérieures.
5. Acquisition cytomètre de flux et d'analyse
- Calibrer le cytomètre en flux utilisant des billes de référence.
- Vérifiez les paramètres de l'instrument:
- En utilisant des cellules de contrôle non coloré ou contrôle isotype, d'ajuster l'emplacement de la porte de lymphocytes viables (FSC vs SSC). Retirez l'auto-fluorescence de tous les canaux en centrant la population (en changeant les réglages de gain) en dessous de la première décennie sur chaque axe.
- L'utilisation seule des tubes de contrôle des couleurs, des événements au sein du centre de quadrants correcte pour chaque couleur (en changeant les paramètres de compensation).
- Faites un réglage fin des paramètres de l'instrument en utilisant un tube coloré avec une tétramère pertinent. Dans des contextes particuliers pour le canal PE peut nécessiter un ajustement parce tétramères souvent tache plus lumineuse que le contrôle des anticorps. Le tétramère non pertinents doivent tacher <0,5% de la cellules CD4 +.
- Acquérir des données pour chaque tube
- Collecter des événements pour chaque tube d'échantillon et de contrôle négatif
- Acquérir et d'économiser au moins 20 000 événements pour Analysys
- Analyser les données
- Importer des données des fichiers dans des logiciels d'analyse FACS (par exemple CellQuest logiciels, WinMDI ou FlowJo). Commencez votre analyse en utilisant un tube de teint en utilisant un tétramère pertinent.
- Terrain FSC vs SSC et dessiner une porte dans les lymphocytes vivants (figure 1, en haut à gauche).
- Terrain vs CD4 CD3 (gated pour montrer les lymphocytes vivants seulement) et en tirer des barrières autour du CD3 + CD4 + et les populations (figure 1 panneau en haut à droite).
- CD4 Terrain vs tétramère (gated pour montrer lymphocytes CD3 + uniquement) et fixer les limites du quadrant afin que les cellules CD4 + + tétramère population est inférieure à 0,5% (Figure 1 panneau inférieur gauche).
- Plot CD25 vs tétramère (gated pour montrer que les lymphocytes CD4 +) et fixer les limites du quadrant afin que les CD25 + + tétramère population est inférieure à 0,5% (Figure 1 panneau du bas à droite).
- Analyser l'ensemble des tubes d'échantillon sans changer les portes.
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Figure 1. Représentant des résultats négatifs de contrôle tétramère coloration. Le panneau supérieur gauche montre avant diffusion latérale dispersent versets et la porte la taille des lymphocytes (R1). Le panneau supérieur droit est fermé pour la R1 et montre ant-CD4 par rapport aux anti-CD3 et le CD3 + (R2) et CD4 + (R3) portes. Le panneau inférieur gauche est fermée pour R2 et montre anti-CD4 par rapport tétramère. Le panneau en bas à droite est fermée pour R3 et montre anti-CD25 par rapport tétramère. Les quadrants pour les deux parcelles tétramère ont été fixés à 0,5%.
6. Les résultats représentatifs
- Les cellules tétramère positifs devraient être une population distincte parmi les CD4 + élargi cellules (figure 2).
- Cellules tétramère positifs sont généralement CD25 + CD4 et souvent élevé.
- Dans certains cas, une combinaison du CMH / peptide peut donner une coloration de fond (souvent causée par un peptide à faible solubilité). Coloration de fond peuvent être différenciés à partir d'un vrai positif parce que les «faux positifs» les cellules ne sont pas une seule population distincte soit sur le CD4 vs tétramère ou le CD25 vs parcelles tétramère (figure 3).
Figure 2. Représentant des résultats positifs coloration tétramère. L'agencement du panneau et la stratégie de gating sont identiques à la figure 1. Les cellules positives tétramère apparaissent comme une population distincte de CD4 élevé sur l'anti-CD4 par rapport aux panneaux et un tétramère distinctes CD25 + de la population sur l'anti-CD25 par rapport panneau de tétramère.
Figure 3. Représentant "faux positifs" coloration tétramère. L'agencement du panneau et la stratégie de gating sont identiques à la figure 1. Les anti-CD4 par rapport aux panneaux tétramère montre une indistincte "monticule" coloration. L'anti-CD25 par rapport tétramère montre également un "monticule" coloration, sans tendance claire vers l'être CD25 +.