Mesure spatiale de la pression du liquide interstitiel tumoral : méthode de mesure de la pression du liquide interstitiel

Résumé

Source : Stapleton et al., Mesures de la perfusion, de la pression du fluide interstitiel et de l’accumulation de liposomes dans les tumeurs solides. J. Vis. Exp. (2016).

Cette vidéo décrit une technique de mesure de la pression du liquide interstitiel à l’intérieur d’une tumeur par imagerie de perfusion à l’aide d’un système robotique guidé par l’image. Les mesures sont comparées à l’accumulation intra-tumorale de liposomes, au sein d’une tumeur solide.

Protocole

1. Mesures spatiales de la pression du liquide interstitiel tumoral

1. Pour mesurer l’IFP, connectez l’aiguille vertébrale de 25 G au transducteur de pression et au système d’acquisition IFP à travers 50 cm de tube en polyéthylène PE20. Rincez l’ensemble du système avec une solution saline de sulfate d’héparine (1:10) et stérilisez l’aiguille avec de l’isopropyle à 70 % avant utilisation.
2. Allumez le système d’acquisition et lancez le logiciel d’acquisition IFP et chargez les fichiers de paramètres pour calibrer le système afin d’acquérir les mesures IFP en mmHg. Cliquez sur le bouton d’acquisition pour collecter en continu les données IFP.
3. Effectuer des mesures IFP entre 48 et 72 heures après l’injection des liposomes CT (cela correspond au moment approximatif d’accumulation du pic d’accumulation des liposomes CT dans la tumeur), en utilisant la méthode décrite.
   1. À l’aide du pousse-seringue, injectez un bolus de liposomes CT à une concentration de 400 mg d’iode ^kg-1. Réglez la pompe pour injecter un volume d’environ 150 μl (en supposant une souris de 25 g). Appuyez sur le bouton 'start' de la pompe pour injecter. Rincez manuellement le cathéter avec 50 μl de solution saline (deux fois le volume du cathéter) pour vous assurer que toute la quantité d’agent a été injectée et que le cathéter est clair.
      Fixez l’aiguille IFP au robot CT-IFP.
4. Effectuez des balayages d’étalonnage pour aligner les systèmes de coordonnées du robot CT-IFP et du scanner CT. Ajoutez l’accessoire de repère au robot CT-IFP et effectuez une tomodensitométrie volumétrique de quatre fois avec le repère dans quatre positions différentes.
   1. Lancez le logiciel du contrôleur de robot CT-IFP, initialisez le robot et déplacez le robot vers les trois positions en saisissant les positions de ciblage x, y, z et en cliquant sur le bouton « go ».
   2. Faites une tomodensitométrie aux coordonnées x,y,z suivantes : (1) 0,0,0 ; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; et (4) 0,0,10. Sélectionnez un balayage de 90 kV, 10 mA, 16 secondes à l'aide du logiciel CT-scanner et appuyez sur « Start » pour lancer le balayage. Reconstituez le balayage comme décrit. Effectuez un balayage DCE-CT en réglant le pousse-seringue pour injecter un volume de 100 μl d’iohexol libre mélangé à une solution saline (rapport 9:1 en volume).
      1. Sur la console du tomodensitomètre, sélectionnez le balayage dynamique de 5 minutes qui utilise un réglage d’énergie de rayons X de 80 kV, une énergie de tube de 90 mA, et capture 416 projections d’images toutes les secondes pendant les 30 premières secondes, suivies d’une acquisition toutes les 10 secondes. Capturez 5 secondes de données DCE-CT, puis appuyez sur le bouton de démarrage de la pompe d’injection.
      2. Après le balayage DCE-CT, effectuez un micro-TDM anatomique volumétrique.
5. Lancez le logiciel d’alignement de robots CT-IFP. Cliquez sur le bouton 'ajouter' chargé dans la région 'Données d'enregistrement' et sélectionnez les quatre scans d'enregistrement reconstruits obtenus dans la version 1.3, puis cliquez sur 'ouvrir'.
   note: L’emplacement des pixels du repère sera automatiquement saisi dans le logiciel.
   1. Cliquez sur le bouton « Calculer la transformation », puis sur le bouton « Appliquer la transformation ». Cela génère des données d’alignement qui seront utilisées pour convertir le système de coordonnées du robot CT-IFP en système de coordonnées du scanner CT. Une fois l’étalonnage terminé, fixez la plate-forme animale au robot CT-IFP.
6. Anesthésier chaque souris à l’aide d’isoflurane à 2 % mélangé à de l’air médical ou à de l’oxygène et confirmer en pinçant l’orteil et en n’observant aucune réaction. Immobilisez l’animal sur la plate-forme robotique CT-IFP et positionnez la souris de manière à ce que la tumeur soit accessible au système robotique CT-IFP. Immobiliser la tumeur à l’aide de ruban adhésif de sorte qu’elle ne bouge pas lors de l’insertion de l’aiguille IFP.
7. Effectuez un micro-scanner anatomique avant d’insérer l’aiguille IFP. Reconstruisez les données CT en suivant les étapes décrites à la section 1.2.
8. Chargez les données CT de pré-insertion de l’aiguille dans le logiciel d’alignement du robot CT-IFP. Ajustez la fenêtre et le niveau pour visualiser la tumeur. Cliquez sur le bord de la tumeur dans n’importe quelle image, puis cliquez sur un deuxième emplacement du bord.
   note: Le logiciel calculera une série de positions le long d’une ligne linéaire entre les deux positions. Notez les coordonnées x, y et z pour une série de 5 à 8 positions régulièrement espacées dans la liste.
9. Préparez le système IFP en rinçant l’aiguille avec une solution saline d’héparine avant l’insertion.
10. Entrez les premières positions d'aiguille prédéterminées dans le x, y, z, dans le logiciel de commande de robot CT-IFP et appuyez sur le bouton « go » pour déplacer le robot dans la position souhaitée. Cliquez sur le bouton « Insérer l'aiguille » pour insérer l'aiguille dans le tissu.
    1. Après l’insertion de l’aiguille, assurez-vous d’une bonne communication fluide entre l’aiguille IFP et le tissu en pinçant et en relâchant la tubulure PE20, en notant que la mesure IFP augmente et revient à la valeur de pré-pincement sur le logiciel d’acquisition IFP. Rejette les mesures qui ne reviennent pas à la ligne de base.
11. Obtenez une tomodensitométrie anatomique avec l'aiguille insérée, puis cliquez sur le bouton « Rétracter l'aiguille » du logiciel de contrôle du robot CT-IFP pour rétracter l'aiguille du tissu. Rejeter toute mesure IFP où la valeur IFP ne revient pas à la valeur d’avant l’insertion de l’aiguille après le retrait de l’aiguille. Cela signifie que l’aiguille a peut-être été bouchée pendant la mesure. Répétez les étapes 1.8 à 1.10 pour chaque position de l’aiguille.
12. Déterminez la position de l’aiguille dans le volume de la tumeur en calculant les positions x, y et z de l’orifice de l’aiguille par rapport au centre de masse du volume de la tumeur, tel qu’identifié dans la tomodensitométrie volumétrique post-insertion de l’aiguille.
13. Remettez les animaux dans leur cage une fois toutes les mesures terminées. Ne laissez pas les animaux sans surveillance et veillez à les observer jusqu’à ce qu’ils aient repris conscience et qu’ils soient capables de maintenir une déposition sternale.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Omnipaque (Iohexol) 300 mg d’iode/ml	GE Healthcare, Californie
Système micro-CT eXplore Locus Ultra	GE Healthcare, Californie		Manipulé à l’aide du logiciel CT-Console
Cathéter 27 G SURFLO Winged Infusion Set	Terumo Medical Products, États-Unis	SV*27EL
Tube en polyéthylène PE20	Becton Dickinson, États-Unis	427406
Pointe du stylo 25 G × 3.5′′ Aiguille spinale Whitacre	Becton Dickinson, États-Unis	Référence 405140	Aiguille IFP
Transducteur de pression P23XL	Appareil de Harvard, Californie	P23XL
PowerLab 4/35, ampli chevalet, avec LabChart Pro 7.0	ADInstruments Pty Ltd., États-Unis	PL3504, FE221	Système d’acquisition IFP et logiciel d’acquisition
Système d’intervention CT-Sabre Small Animall (CT-IFP Robot)	Parallax Innovations, Californie		Manipulé à l’aide du logiciel de contrôle du robot CT-IFP
Logiciel d’alignement de robots CT-IFP Logiciel Matlab personnalisé
Logiciel d’analyse DCE-CT			Logiciel Matlab personnalisé