Infection urinaire associée au cathéter dans un modèle murin

Résumé

Source : Conover, M. S., et al., J. Établissement et caractérisation des infections urinaires et de la maladie des urines dans un modèle murin. J. Vis. Exp. (2015)

Cette vidéo montre la procédure pour assembler et implanter un cathéter transurétral chez une souris femelle, suivie d’une inoculation bactérienne pour établir une infection urinaire associée au cathéter et étudier les interactions hôte-pathogène médiées par biofilm.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité local de soins aux animaux institutionnels et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Protocole modèle CAUTI (infection urinaire associée à cathéter), préparation de l’aiguille de cathéter pour modèle CAUTI

1. Retirez le bouchon de l’aiguille de 30 G. Coupez une pièce de 7 mm de tube en PE10 (polyéthylène 10) et une pièce de 5 mm de tube en silicone comme RenaSIL. Enfilez l’aiguille avec un tube de PE10 jusqu’à ce que le tube touche la base de l’aiguille.
2. Ensuite, on passe la pièce de 5 mm sur l’aiguille contenant du PE10. Les UV (ultraviolets) stérilisent les aiguilles pendant la nuit.
   REMARQUE : Lors du chargement du tube en silicone, laissez environ 1 mm du tube dépasser la pointe de l’aiguille.

2. Préparation de l’inoculum bactérien OG1RF d’E. faecalis

1. Préparez l’inoculum OG1RF à partir de 48 heures avant le jour de l’inoculation. Faites une trace OG1RF sur une plaque BHI (perfusion cérébrale cardiaque) à partir d’une bouillie congelée.
2. Choisissez une colonie et inocularez-la dans 10 ml de BHI, puis cultivez-la statiquement pendant 18 heures à 37 °C. Centrifugez la culture et lavez la granule (3 fois) dans des volumes de 1 ml de PBS stérile 1x.
3. Resuspendez la granule bactérienne dans un PBS (solution séline tamponnée phosphate). Mesurez la densité optique bactérienne et ajustez la concentration à la taille d’inoculum souhaitée. La concentration standard de l’inoculum utilisé est de^10,7 ; Cependant, cela peut varier en raison de la conception de l’étude

3. Implantation de cathéter

1. Nettoyez la station de travail à 70 % d’éthanol et couvrez la zone avec un couvercle absorbant (ou utilisez une hotte à flux stérile).
2. Fixez une aiguille de cathéter sur une seringue vide de 1 ml (TB ou tuberculine). Coupez un morceau carré de parafilm de 1 pouce et mettez une pointe de lubrifiant chirurgical (environ de la taille d’une pièce de dix cents) dessus.
   REMARQUE : Deux aiguilles différentes sont utilisées pour le dépôt du cathéter et pour l’inoculum afin de minimiser l’inoculation accidentelle due à la manipulation mécanique nécessaire à l’implantation du cathéter. Cela permet également la commodité de préparer moins d’aiguilles d’inoculation.
3. Anesthésiez les souris C57BL/6 en les mettant dans un bocal en verre de 32 onces contenant une boule infuseuse à thé avec des boules de coton trempées dans 3 ml d’isoflurane ou dans une chambre vaporisatrice (suivant le protocole du fabricant) jusqu’à ce qu’elles soient inconscientes mais respirent normalement (1 souffle/seconde).
4. Ensuite, posez la souris sur le dos sur un essuie-tout et écartez ses pattes. Couvrir le nez de la souris avec un cône nasal ou un tube conique de 50 ml avec des boules de coton contenant une petite quantité (environ 1 à 2 ml) d’isoflurane.
   ATTENTION : L’isoflurane est un anesthésique inhalatoire. À utiliser dans un espace bien ventilé et à minimiser l’inhalation par le chercheur.
5. Palpez doucement la vessie pour provoquer la miction et assurer une vacuité. Essuyez la zone périurétrale avec une lingette à 100 % éthanol.
6. Désinfectez la zone périurétrale avec une solution à 10 % de povidone-iode à l’aide d’un applicateur à pointe de coton. Tamponnez l’aiguille/seringue d’inoculation, pointez d’abord dans le lubrifiant chirurgical.
   REMARQUE : La povidone-iode est utilisée pour l’implantation de cathéters, qui est une solution aseptique plus forte que l’alcool. L’implantation d’un cathéter nécessite une manipulation mécanique accrue pour insérer le cathéter et présente donc un risque de contamination plus élevé.
7. Insérez le cathéter dans l’ouverture urétrale. Une fois en place, utilisez une pince à épiler pour pousser la pièce (7 mm PE10) vers la vessie, puis en poussant le petit cathéter (5 mm en silicone) et en le déposant dans la vessie. Retirez immédiatement l’aiguille, avec le tube de 7 mm encore attaché.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Matériau pour la préparation du cathéter et de l’aiguille :
Aiguilles de 30 g	BD Precision Glide	305106	30 G x 1/2 (0,3 mm x 13 mm)
Tubulure en polyéthylène PE10	BD	427400	Diamètre intérieur -0,011 in (0,28 mm) ; diamètre extérieur – 0,024 in (0,61 mm)
Tubulure en silicium durci au platine RenaSIL 025	Braintree Scientific, Inc	SIL 025	diamètre intérieur - 0,012 x extérieur 0,025, bobine de 25 ft
Matériel pour les infections :
Isoflourane – Isothésie	Butler Schein	29405	250 ml
Pot en verre transparent à parois droites	Poursuite de Kimble	5413289V 21
Infuseur à thé en acier inoxydable	Schefs-Amazon		Infuseur de thé en vrac Premium par Schefs - Acier inoxydable - Grande capacité -
Boules de coton non stériles	Fisherbrand	22-456-880
Tubes Falcon de 50 ml	VWR	89039-660
Isotec 3 - vaporisateur	Ohmeda	1224478
Coup de poing d’oreille	Fisher Scientific	13-812-201	(quand c’est nécessaire)
Solution de bétadine	Solution de bétadine		Solution topique Povidie-iode à 10 %
Cotons-tiges	Fisher Scientific	22-037-924	6 pouces
Couches pour banc	Fisherbrand	14206 63	Sous-coussins absorbants (tapis de 20"X36 »)
Lubrifiant chirurgical	Surgilube	0281-0205-36
Ciseaux de dissection	Outils de science fine, INC	14084-08
Micro-Adson Forceps	Outils de science fine, INC	11018-12
1 ml de seringue	BD	309659	Embout à tuberculine
Parafilm	Bemis	PM996	4 pouces x 125 pieds
Rack Eppendorf	Fisherbrand	05-541-1
Tubes d’Eppendorf	MIDSCI	AVX-T-17-C
Prélèvement des cathéters, vessies et reins :
Homogénéiseur	PRO Scientific INC	Bio-Gen Pro 200
Tube à fond rond en polypropylène de 5 ml	BD	352063	pour l’homogénéisation des organes
Essuie-tout	Georgia-Pacific
Éthanol	Pharmco-AAPER	11100020S	200 proof
Plaques Costar™ Clear Polystyrène 96 puits	Corning	3788
1x Phosphate sodique	Sigma-Aldrich	P3813
BRANSONIC Nettoyeur à ultrasons 1210	Branson Ultrasonics Corporation	1210