La vidéo démontre une méthode d'injection intramyocardique, guidée par échographie, d'un vecteur viral recombinant chez un modèle murin. Cette technique permet une délivrance ciblée de gènes au cœur pour étudier les effets de l'expression d'un transgène sur la fonction cardiaque.
Article de méthode
Transfert de gènes viraux dans le cœur de souris pour l'évaluation des effets géniques sur la fonction cardiaque
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31 août 2026
Dans cet article
Résumé
Protocole
1. Expression virale de transgènes dans les tissus ventriculaires de rongeurs
REMARQUE : Conserver le virus adénoviral recombinant ou le virus adeno-associé (AAV) exprimant le gène cible et le virus contrôle correspondant, tel que Ad-GFP (protéine fluorescente verte) (titre de 1 x 1010 unités formant des plaques [PFU]/mL) ou AAV9-GFP (titre de 1 x 1013 copies génomiques [CG]/mL) (voir Tableau des matériels), dans un congélateur à −80 °C.80 °C congélateur
- Le jour de l'injection du virus, décongeler le virus sur de la glace. Aspirer le virus exprimant le gène cible et le virus témoin dans deux seringues séparées (volume = 50 µL) munies d'aiguilles 30 G ½, puis maintenir sur glace jusqu'à utilisation.
REMARQUE : Toutes les bulles présentes dans la seringue et l'aiguille doivent être soigneusement éliminées. - Administrer de la buprénorphine aux rats ou aux souris (0,05 mg/kg pour les rats, 0,1 mg/kg pour les souris, voie sous-cutanée), puis, une heure plus tard, induire l'anesthésie à l'aide d'isoflurane à 3 % et maintenir l'isoflurane à 2 % (dans 100 % d'oxygène à un débit de 0,5-1,0 L/min) pour la procédure suivante.
- Pincer doucement le corps de l'animal (par exemple, la queue) à l'aide d'une pince, et si l'animal ne réagit pas au pincement par un mouvement corporel, l'anesthésie adéquate est confirmée.
- Maintenir la température corporelle à 37 °C à l'aide d'un tapis chauffant électrique. Raser les poils de la région thoracique à l'aide d'un tondeur.
REMARQUE : Il convient de faire preuve de prudence lors de l'utilisation d'un tapis chauffant électrique en raison d'une répartition thermique potentiellement inégale. - Appliquer un onguent ophtalmique sur les deux yeux afin d'éviter le dessèchement de la cornée.
- Maintenir l'animal en position dorsale et utiliser un système d'imagerie préclinique (voir Tableau des matériaux) pour l'imagerie échographique du cœur de l'animal en orientation selon l'axe court.
REMARQUE : Les étapes suivantes sont réalisées dans une cabine de sécurité biologique de niveau II, qui assure un environnement stérile. Les procédures de sécurité standard, notamment la manipulation sécurisée des aiguilles, sont appliquées. - Stériliser la région inférieure gauche du thorax de l'animal par des rotations circulaires alternées d'un antiseptique à base d'iode ou de chlorhexidine et d'alcool, répétées trois fois.
- Sous guidage échographique, insérer l'aiguille 30 G 1/2 de la seringue contenant le virus préparé à l'étape 1.1. dans la poitrine de l'animal par le côté inférieur gauche du thorax.
- Avancer la pointe de l'aiguille jusqu'à la paroi antérieure libre du ventricule gauche et injecter lentement 10-15 μL du virus. Vérifier le succès de l'injection sur les images échographiques par l'augmentation de la luminosité au voisinage de la pointe de l'aiguille.
REMARQUE : La quantité de virus injectée à chaque site ne doit pas dépasser 15 μL afin d'éviter tout dommage physique aux tissus myocardiques. - Retirer l'aiguille du cœur et l'insérer dans d'autres régions du ventricule gauche pour une deuxième et une troisième injection de la même quantité de virus.
REMARQUE : Le nombre total de sites d'injection est déterminé par le plan expérimental. Si une expression focale du transgène est requise, une seule injection est nécessaire ; si une expression transgénique plus diffuse est requise, plusieurs sites d'injection (trois à cinq) sont généralement nécessaires. - Une fois les injections terminées, ramener l'animal dans sa cage.
- Surveiller attentivement l'animal jusqu'à ce qu'il ait retrouvé une conscience suffisante pour maintenir une position sternale, puis le ramener dans sa chambre d'hébergement.
- Administrer du chlorhydrate de buprénorphine (0,1 mg/kg, deux fois par jour pour les souris, 0,05 mg/kg, deux fois par jour pour les rats, voie sous-cutanée) à l'animal pendant les deux jours suivants. Ramener les animaux au vivarium et les surveiller quotidiennement à la recherche de signes inhabituels de douleur ou de détresse, et, le cas échéant, les traiter conformément aux protocoles du comité institutionnel de soins aux animaux.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Aiguille PrecisionGlide 30 G ½ | Becton Dickinson (BD) | 305106 | |
| Virus adéno-associé (AAV9 exprimant la protéine fluorescente verte [GFP]) | Vector Biolabs | 7007 | |
| Adénovirus (Ad-GFP) | Vector Biolabs | 1060 | |
| Hotte de sécurité biologique (niveau II) | Microzone Corporation | N/A | Modèle nº : BK-2-4 |
| Buprénorphine | Vetergesic | DIN 02342510 | |
| Tondeuse à cheveux | WAHL Clipper Corporation | 78001 | |
| Seringue Hamilton | Sigma-Aldrich | 20701 | 705 LT, volume 50 μL |
| Plaque chauffante | Life Brand | E12107 | |
| Isoflurane | Fresenius Kabi Ltd. | M60303 | |
| Souris (Ctnnb1flox/flox) | Jackson Labs | 4152 | |
| Souris (αMHC-MerCreMer) | Jackson Labs | 5650 | |
| Pommade ophtalmique | Systane | DIN 02444062 | |
| Rat (Sprague-Dawley, mâle) | Charles River | 400 | |
| Lames de bistouri | Fine Science Tools | 10010-00 | |
| Manche de bistouri | Fine Science Tools | 10007-12 | |
| Système d'imagerie préclinique VEVO3100 | VisualSonic Inc. | N/A |
