Injection intrapéritonéale de cellules : une méthode d’administration de cellules cancéreuses dans le tissu adipeux péritonéal d’un modèle murin

Résumé

Source : Krishnan, V. et al. Approches pour étudier la colonisation métastatique du cancer de l’ovaire des structures des taches laiteuses dans le tissu adipeux péritonéal. (2015)

Dans cette vidéo, nous effectuons une injection intrapéritonéale de suspension de cellules cancéreuses de l’ovaire dans un modèle murin pour étudier la colonisation des cellules cancéreuses de l’ovaire dans les tissus adipeux péritonéaux et leurs métastases ultérieures.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Injection intrapéritonéale de cellules

REMARQUE : Dans nos expériences, les souris sont manipulées dans un flux d’air laminaire ou une enceinte de biosécurité au sein de notre installation barrière afin de limiter le risque d’exposition à des agents pathogènes. Afin de démontrer clairement cette technique, les procédures décrites dans la vidéo ci-jointe ont été effectuées dans un laboratoire approuvé pour le travail sur les animaux. Cette technique particulière ne nécessite pas que les animaux soient sous anesthésie. Selon les protocoles approuvés, effectuez cette technique sur des animaux vivants. Utilisez des souches de souris appropriées pour cette étude. Par exemple : utiliser des souris nues immunodéprimées et athymiques pour l’étude de la colonisation par des cellules cancéreuses de l’ovaire humain (SKOV3ip.1 et HeyA8) ; utiliser des souris C57BL/6 immunocompétentes pour l’étude de la colonisation des cellules cancéreuses de l’ovaire (ID8) de souris.

1. Chargez 500 μl de suspension unicellulaire de cellules cancéreuses de l’ovaire dans une seringue et placez-la dans l’aiguille stérile de 25 G. Cela réduit le cisaillement cellulaire avant l’injection.
2. Prenez la souris par la peau du cou et tenez la queue à l’aide de la paume et de l’index et fixez la patte arrière gauche entre l’annulaire et l’auriculaire (lorsque la souris est retenue avec la main gauche).
   REMARQUE : Pour éviter de traumatiser les organes abdominaux, retenez bien la souris afin qu’elle ne puisse pas bouger pendant l’injection.
3. Imaginez une ligne sur l'abdomen juste au-dessus des genoux et localisez un point sur le côté droit de l'animal et près de la ligne médiane. Le point d’entrée est crânien et légèrement médial du dernier mamelon.
   note: L'insertion de l'aiguille sur le côté droit de la souris permet d'éviter le cæcum et de réduire le risque de perforation des intestins.
4. Insérez l'aiguille dans la région latérale inférieure de l'abdomen de la souris à une profondeur d'environ 0,5 cm. Tirez sur le piston pour confirmer que l'aiguille n'a pas pénétré un vaisseau sanguin ou d'autres organes péritonéaux.
   1. Si du liquide est aspiré, jetez la seringue (et l’échantillon). Une aspiration brun verdâtre ou jaune indique la pénétration de l’aiguille dans les intestins ou la vessie, respectivement.
5. Injectez l’échantillon en utilisant une pression lente et régulière. Retirez l’aiguille et remettez la souris dans sa cage. Ne remettez pas la seringue dans un récipient tranchant.
6. Sacrifiez des souris par asphyxie au CO₂ et ablation d’organes vitaux à un moment précis après l’injection.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
DMEM	Corning	10-013-CV
Pbs	Corning	Référence 21-040-CV	Sans calcium ni magnésium
Aiguille de calibre 26	Bd	329652