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Article de méthode

Injection intraprostatique de cellules cancéreuses : une technique d’administration de cellules cancéreuses pour établir un modèle murin de cancer de la prostate orthotopique

7.1K vues

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30 avril 2023

Dans cet article

Résumé

Source : Anker, J. F. et al. Modèle murin syngénique orthotopique bioluminescent et fluorescent du cancer de la prostate androgéno-dépendant et résistant à la castration. J. Vis. Exp. (2018)

Dans cette vidéo, nous montrons la procédure d’administration d’injection intra-prostatique de cellules cancéreuses de la prostate dans un modèle murin. Des modèles murins orthotopiques peuvent être utilisés pour étudier l’origine de la maladie et la réponse aux traitements thérapeutiques dans un environnement non invasif et cliniquement pertinent.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation préopératoire de la souris

REMARQUE : Abriter les souris dans l’animalerie de l’université pendant au moins une semaine avant l’opération pour permettre une adaptation adéquate et minimiser le stress de l’animal. Les étapes 1.1 à 1.6 sont effectuées par l’assistant du chirurgien. Toutes les étapes chirurgicales ultérieures sont effectuées par le chirurgien à l’aide de gants stériles et d’outils chirurgicaux avec une technique stérile.

  1. Anesthésier les souris avec de l’isoflurane (2-5 % pour l’induction via la chambre, 1-3 % pour l’entretien via le cône nasal). Vérifier l’induction complète par la perte du réflexe de pincement de l’orteil.
  2. Pesez les souris et administrez-leur au moins 0,05 mg/kg de l’analgésique buprénorphine s.c.
    note: Le poids de la souris ≥20 g est idéal pour des injections intraprostatiques réussies.
  3. Appliquez la lubrification de la pommade ophtalmique sur les deux yeux pour prévenir le dessèchement de la cornée.
  4. Rasez toute la fourrure de l’abdomen.
  5. Stérilisez l’abdomen en trois cycles d’application circulaire de gommage chirurgical à l’aide de tampons stériles non adhérents suivis de lingettes imbibées d’alcool stériles. Laisser sécher l’abdomen.
    note: Pour le reste de l’intervention chirurgicale, seuls des gants stériles et des instruments chirurgicaux doivent être utilisés pour entrer en contact avec l’abdomen de souris stérilisé.
  6. Transférez la souris en décubitus dorsal sur une surface propre sur un coussin chauffant directement sous l’objectif d’un microscope chirurgical propre.
  7. Couvrez la souris avec un rideau stérile avec un petit trou découpé sur l’abdomen.

2. Injection intra-prostatique

REMARQUE : Effectuez toutes les étapes chirurgicales dans des conditions stériles. Le réglage du microscope, du placement de la souris ou de tout autre objet non stérile doit être effectué avec une aide supplémentaire.

  1. Effectuez une incision d’environ 1 cm de la peau externe le long de la ligne médiane de l’abdomen au-dessus du pénis et des glandes préputiales (Figure 1D).
  2. Séparez le tissu conjonctif entre la peau abdominale externe et la musculature abdominale interne en ouvrant les ciseaux entre les couches.
  3. Effectuez une incision similaire sur les muscles abdominaux internes, à l’aide d’une pince pour soulever les muscles afin d’éviter de perforer les intestins ou la vessie (Figure 1D).
  4. Localisez l’une des vésicules séminales bilatérales (Figure 1A, blanche)/lobes antérieurs de la prostate (Figure 1A, noir), qui sont souvent postérieurs, latéraux et légèrement supérieurs à la vessie (Figure 1A, jaune), mais cela peut varier d’une souris à l’autre. Les lobes antérieurs de la prostate sont translucides et attachés à la moindre courbure des vésicules séminales blanches.
  5. Soulevez doucement l’extrémité de la vésicule séminale à l’aide de la pince à tissu Graefe pour créer une tension sur le tissu sans perforer la vésicule séminale (Figure 1E).
  6. Mélangez la solution de matrigel Myc-CaP par pipetage gentile (effectué par l’assistant chirurgien), car les cellules peuvent avoir été granulées, et aspirez lentement 30 μL (1x106 cellules) dans l’aiguille pour éviter les bulles d’air.
  7. Insérez soigneusement le biseau de l’aiguille parallèlement à l’axe long du lobe antérieur de la prostate. Injectez lentement 30 μL dans le lobe, puis rétractez lentement l’aiguille pour éviter les fuites (figure 1F). Vérifier l’injection adéquate par engorgement du lobe antérieur de la prostate (Figure 1G).
  8. Tenez soigneusement la vésicule séminale et le lobe de la prostate à l’extérieur de la souris pendant environ 30 secondes pour permettre au matrigel de se solidifier partiellement à l’intérieur du lobe. Pendant ce temps, collectez toute fuite de solution cellulaire dans l’abdomen à l’aide d’un applicateur stérile à embout en polyester pour empêcher le développement de tumeurs non orthotopiques sans appuyer sur le lobe de la prostate injecté.
  9. Remettez soigneusement la vésicule séminale et le lobe de la prostate injecté dans l’abdomen sans exercer de pression sur le lobe. Remplacez tous les tissus extériorisés.
  10. Effectuez des sutures continues pour fermer les muscles abdominaux internes avec des sutures à aiguille de coupe inversée résorbables vicryl 5-0.
  11. Effectuez des sutures interrompues pour fermer la peau abdominale externe avec des sutures à aiguille de coupe inversée non résorbables en monofilament de nylon 4-0. note: Des agrafes stérilisées de 9 mm peuvent également être utilisées pour fermer la peau abdominale externe. Cependant, contrairement aux sutures, elles interfèrent avec tout signal d’imagerie tumorale bioluminescent et fluorescent ultérieur.
  12. Nettoyez tous les outils avec des lingettes stériles à l'éthanol (ouvertes par l'assistant du chirurgien) et placez-les dans un stérilisateur à billes de verre pendant 30 s. Laissez sécher les outils avant de les utiliser sur la souris suivante.
  13. Rincer la seringue et l'aiguille dans une solution saline stérile (ouverte par l'assistant du chirurgien) pour éviter le colmatage par les restes de matrigel.
    note: Un assistant chirurgien doit être présent pour toutes les opérations, effectuant toute la préparation préopératoire non stérile des souris et les soins postopératoires des souris, ainsi que le mélange de la solution de matrigel Myc-CaP avant les injections. Pour minimiser le temps, comme chaque procédure de souris intraprostatique nécessitera 20 à 30 minutes, l’assistant chirurgien peut commencer à préparer la souris suivante pendant que le chirurgien suture la souris actuelle.

3. Soins postopératoires de la souris

  1. Administrer 1 mg/kg de l’analgésique méloxicam s.c. immédiatement, 24 h et 48 h après la chirurgie.
  2. Laissez les souris se rétablir dans une cage sans litière placée à mi-chemin sur un coussin chauffant. Surveillez les souris pendant au moins 30 minutes après l’opération jusqu’à ce qu’elles retrouvent une mobilité et une activité normales, après quoi placez-les dans une cage propre avec de la nourriture sur le sol de la cage.
  3. Surveillez davantage les souris quotidiennement pour une bonne cicatrisation des plaies, le poids corporel, le toilettage et la marche après la chirurgie. Séparez les souris dans des cages individuelles sur toute preuve de combat.
  4. Retirez toutes les sutures restantes dans les 14 jours suivant la chirurgie.

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Résultats

figure-results-1
Graphique 1 : Lobe antérieur de la prostate, drainage des ganglions lymphatiques et technique représentative pour les injections de cellules intra-prostatiques. Images du lobe antérieur droit de la prostate (A) (noir, *), de la vésicule séminale droite attachée (blanche), du testicule droit et du coussinet adipeux (vert) et de la vessie (jaune), (B) des gangli...

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Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Lignée cellulaire Myc-CaP ATCC CRL-3255 Vérifier qu’il n’y a pas de mycoplasmes avant utilisation
Ciseaux de micro-dissection Roboz RS-5910
Pince GraegeRoboz RS-5135
Pince à tissus Graefe Roboz RS-5150
Porte-aiguille Olsen-Hegar avec
Coupe-sutures
Le Référence 12002-12
Seringue 50 μL 705 RN SYR Hamilton Référence 7637-01 Stérilisation par oxyde d’éthylène gazeux
Aiguilles de calibre 28 Petit Moyeu RN HHamilton Référence 7803-02Style de pointe 4, angle 45°, longueur 0,75 po. Stérilisé au gaz oxyde d’éthylène
RPMI GibcoRéférence 18875-093
FBS Gibco Référence 10437-028
Crayonline/Streptomycine Gibco Référence 15140-122
Pbs Gibco Référence 14190 à 144
Membrane basale Matrigel
matrice, sans rouge de phénol, sans LDEV
Corning 356237Décongeler sur glace à 4°C pendant la nuit
Avant utilisation
L’isoflurane Henry Schein Référence 11695-0500-2Acquis du Centre de médecine comparée de l’Université Northwestern (CCM)
Hyrochlorure de buprénorphine 0,3
mg/mL
Référence 12496-0757-5 Substance contrôlée, acquise
de l’Université Northwestern CCM
Seringue de calibre 26 5/8Bd309597Pour les injections de méloxicam et de buprénorphine
Lubrification de la pommade ophtalmique Akron Référence 17478-162-35
Gommage chirurgical à la bétadine (povidoniodine, 7,5 %)Produits Purdue Référence 67618-151-16
Tampons stériles non adhérents Moore Médical Référence 10775
Lingettes imbibées d’alcool stériles Fisher Scientific Tél. : 22-363-750
Microscope chirurgical Stemi DV4 Zeiss
Applicateurs stériles à embout polyester puritain 25-806 1PD
5-0 Vicryl Absorbable Vicryl Reverse Cutting Needle Sutures Sutures électroniques J493G
4-0 nylon monfilament non résorbable sutures d’aiguille de coupe inversée Sutures électroniques699H
Stérilisateur de billes de verre Outils scientifiques fins Référence 18000-45
Solution saline stérile 0,9 % chlorure de sodium Hospira Référence 0409-4888-02

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