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Article de méthode

Xénogreffe de tumeur de la capsule rénale : une technique pour générer un modèle animal expérimental afin d’évaluer la carcinogenèse de la prostate

3.9K vues

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30 avril 2023

Dans cet article

Résumé

Source : Nicholson, T. M. et al. Greffe de capsule rénale et implantation de granules sous-cutanées pour l’évaluation de la carcinogenèse de la prostate et de l’hyperplasie bénigne de la prostate. J. Vis. Exp. (2013)

Dans cette vidéo, nous démontrons l’implantation de greffes de tissu cancéreux de la prostate d’origine humaine dans la capsule rénale d’une souris receveuse immunodéprimée. Cette technique peut être utilisée pour évaluer la progression tumorale et développer de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Intervention chirurgicale : Xénogreffe par capsule rénale

  1. Avant l’induction de l’anesthésie, observez la souris pour vous assurer de la santé et du bien-être.
  2. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie à l’isoflurane à 3-5 %. Lorsque l’animal a cessé de bouger et que la fréquence respiratoire a diminué, transférez-le vers le cône nasal en position couchée et maintenez l’anesthésie à 1-3
  3.  %.
  4. Si nécessaire, utilisez une tondeuse pour raser le dos de la souris. Ce n’est pas nécessaire lors de l’utilisation de souris nues athymiques (nu/nu).
  5. Appliquez une pression ferme sur la sangle de l’arrière-pied étendu pour évaluer la pertinence de l’anesthésie. Si la souris réagit à la pression, il faut plus de temps pour que l’anesthésie fasse effet. Si nécessaire, ajustez légèrement le débit d’anesthésie pour obtenir une anesthésie adéquate.
  6. Lorsque la souris est correctement anesthésiée, désinfectez le site chirurgical avec une solution chirurgicale d’iode (bétadine) suivie d’alcool à 70 %.
  7. Enfilez des gants et des blouses stériles ; appliquez des champs stériles sur le site chirurgical. Soulevez la peau du dos à l’aide d’une pince dentée et, à l’aide des ciseaux grossiers, faites une incision médiane dorsale de 2 à 3 cm.
  8. À l’aide de ciseaux émoussés ou d’une sonde, séparez le derme sous-jacent de la paroi corporelle (des deux côtés de l’incision pour la greffe bilatérale ou d’un côté pour la greffe unilatérale).
  9. Repositionnez la souris en position latérale et identifiez l’emplacement du rein en visualisant le profil rénal à travers la paroi musculaire. L’application d’une légère pression manuelle avec le pouce et l’index sur l’abdomen peut aider à visualiser les organes internes.
  10. À l’aide de ciseaux à iris fins et en prenant soin d’éviter les gros vaisseaux et les nerfs rachidiens, faites une incision de 1 cm dans la paroi corporelle parallèlement à la colonne vertébrale. Élargissez cette incision à 1,5-2,0 cm (légèrement plus long que l’axe long du rein) en ouvrant doucement les ciseaux plus largement après les avoir placés dans l’incision initiale.
  11. Extériorisez le rein en appliquant une légère pression à l’extérieur de la paroi musculaire de chaque côté du rein à l’aide de l’index et du pouce. Rentrez les bords de la peau sous le rein extériorisé, qui reposera sur la paroi du corps. Pendant que le rein est extériorisé, maintenez l’hydratation de la capsule rénale en appliquant une solution saline stérile.
  12. À l’aide d’une pince fine #5, soulevez doucement la capsule rénale du parenchyme du rein et, à l’aide d’un scalpel fin, faites une incision de 2 à 4 mm dans la capsule. La taille de l’incision est déterminée par la taille du greffon, mais doit être minimisée pour maintenir l’intégrité de la capsule.
  13. Manipulez une pipette Pasteur en verre étirée fine et polie au feu avec une extrémité fermée arrondie sous la capsule tangente à la surface du rein. Ouvrez doucement une petite poche de capsule pour les greffons, en prenant grand soin de ne pas endommager le parenchyme rénal.
  14. Le bord coupé de la capsule rénale est soulevé à l’aide d’une pince fine, et le greffon est inséré dans la poche sous la capsule à l’aide de la pipette en verre poli au feu. Plusieurs greffons peuvent être placés sous la capsule rénale et espacés uniformément sur la surface du rein.
  15. Si, au cours de la greffe, la capsule se déshydrate, elle doit être humidifiée en appliquant une solution saline stérile.
  16. Lorsque la greffe est terminée, soulevez doucement les côtés de l’incision de la paroi musculaire pour replacer le rein dans la cavité corporelle. Observez que les greffons ne glissent pas sous la capsule.
  17. Fermez la paroi musculaire avec une seule suture (4-0, FS-2 vicryl suture). L’intervention chirurgicale peut être répétée sur le rein controlatéral en repositionnant la souris.
  18. À l’aide d’une pince dentée, alignez les bords de l’incision cutanée et appliquez 2-3 clips chirurgicaux pour fermer l’incision. Administrez l’analgésie (nous utilisons 5-10 mg/kg de carprofène par injection sous-cutanée) et placez la souris en position couchée latérale dans la cage de récupération. Assurez-vous de maintenir la température corporelle avec la chaleur d’une lampe ou d’un coussin chauffant. Observez la récupération complète de la souris, ce qui devrait se produire en moins de 15 minutes.
  19. Les souris doivent être observées pendant les 24 prochaines heures pour détecter des signes de douleur postopératoire, de saignement et/ou d’autres complications. Inspectez régulièrement les incisions chirurgicales pour détecter des signes d’infection.
  20. Retirez les clips de plaie avec un dispositif de retrait de clip de plaie chirurgicale 7 à 14 jours après la chirurgie.

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Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Blouse chirurgicale stérileApprovisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 350.79866.2
Masque chirurgicalApprovisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 350.50111.2
Gants stériles Kimberly Clark Référence 55092
Coupe-plaie réflexe F.S.T. Référence 12031-09Correspond à la taille du clip de plaie
Suture Vicryl Approvisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 295-92100.2 4-0, FS-2, Résorbable
Ciseaux droits tranchants/émoussés Outils scientifiques de précision (F.S.T.)Référence 14054-13
Pince Graefe (dentelée, dentée, courbée)F.S.T.Référence 11055-10
Vaporisateur d’isoflurane Supera Anesthésie InnovVAP3000
Chambre d’induction Supera Anesthésie InnovRéf. 644
Pipettes Pasteur en verre Fisher ScientificRéf. S67050Longueur 5"
Pince Graefe (dentelée, incurvée) F.S.T.Référence 11052-10
Pince Graefe (dentelée, droite)F.S.T.Référence 11050-10
Bétadine Webster VétérinaireTél. : 07-836-3379
Solution saline stérileApprovisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 193.74504.3 NaCl 0,9 %, injectable
Applicateur d’embout en coton Approvisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 001.06220.2
Clips de plaie Braintree Scientific ACS CSPeut utiliser des clips de 7 mm ou 9 mm
L’isoflurane Approvisionnement vétérinaire du MidwestRéférence 193.33161.3
Microscope de dissection Leica N2
Cône de nez de petites souris Supera Anesthésie Innov ACC526
Débitmètre d’oxygène Supera Anesthésie Innov OXY660
Éliminateur de clips F.S.T. Référence 12033-00 universel

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