Bande transversale de l’arc aortique dans un modèle murin : une technique peu invasive chez la souris pour l’induction d’une pression élevée dans le ventricule gauche

Résumé

Source : Zaw, A. M. et al. Constriction aortique transverse mini-invasive chez la souris. J. Vis. Exp. (2017)

Dans cette vidéo, nous démontrons un protocole expérimental de constriction aortique transverse mini-invasive chez la souris pour examiner l’insuffisance cardiaque induite par une surcharge de pression.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation du site d’opération

1. Désinfectez le site de l’opération avec de l’alcool isopropylique à 75 %. Réglez la température du coussin chauffant à 37 °C pour éviter les changements de fréquence cardiaque et respiratoire de l’animal en question.
2. Utilisez des instruments chirurgicaux stérilisés dans un stérilisateur à déplacement par gravité à 121 °C pendant 30 min ou par d’autres méthodes appropriées.
3. Prenez 2 à 4 aiguilles de calibre 30 et courbez-les avec un porte-aiguille, comme on le voit sur la figure 1, pour en faire un outil de ligature et de séparation des tissus et pour l’utiliser comme écarteur. Montez l’aiguille maintenant incurvée sur un applicateur en coton pour une utilisation en chirurgie.
4. Émoussez une aiguille de calibre 27 et courbez-la à 90º avec le porte-aiguille. Lissez la pointe en frottant une surface dure pour faire une entretoise de 0,4 mm en étape de ligature.

2. Préparation des animaux

1. Anesthésier une souris mâle de 2 mois, de 22 à 25 g C57BL/6N avec un mélange approprié de kétamine et de xylazine en fonction du poids corporel : 100 mg/kg + 10 mg/kg i.p. Confirmez l’anesthésie avec le réflexe de pincement négatif de la queue.
2. Épilez les poils de la partie antérieure du cou et de la poitrine avec une application de crème dépilatoire de 2 à 3 min. Retirez la crème à l’aide d’eau tiède et d’un applicateur en coton.
3. Appliquez une pommade ou un gel ophtalmique sur les yeux de l’animal pour éviter le dessèchement de la cornée.
4. Placez l’animal sur un coussin chauffant en position couchée et effectuez un suivi peropératoire, en vous assurant de conserver la documentation appropriée à toutes les 15 minutes.
5. Utilisez du ruban adhésif en papier chirurgical pour fixer les membres au coussin chauffant afin de maintenir l’animal dans la bonne position pendant la chirurgie.
6. Désinfectez la peau en alternance avec de l’alcool et une solution de povidone iodée trois fois.
7. Utilisez un champ stérile avec un champ d’opération exposé pour éviter la contamination. Utilisez des gants stériles neufs pour chaque souris et au besoin.

3. Procédure de ligature

1. Ouvrez la peau de la souris à mi-chemin du cou et de la poitrine avec un scalpel.
2. Tirez la glande thyroïde vers la tête en séparant doucement les tissus conjonctifs avec des ciseaux émoussés.
3. Séparez la couche musculaire de la trachée sur la ligne médiane des deux côtés avec les aiguilles incurvées.
4. À l’aide des ciseaux émoussés, coupez le sternum jusqu’à la deuxième côte (environ 5 mm). Ouvrez la coupe à l’aide d’un écarteur ou d’une pince incurvée.
5. Séparez les lobes du thymus les uns des autres et de la paroi inférieure du thorax en séparant le tissu conjonctif avec l’aiguille incurvée ; l’arc aortique transverse et les deux artères carotides seront clairement visibles à ce stade.
6. Placez l’aiguille incurvée sous l’arc et perforez-la entre la paroi du vaisseau et le tissu conjonctif de l’autre côté en poussant la tête incurvée vers l’extérieur.
7. À l’aide de l’aiguille incurvée, tirez la suture monofilament 6-0 sous l’arc aortique.
8. Placez l’espaceur dans la boucle et fixez la suture en place avec un double nœud. Retirez délicatement l’entretoise.
9. Confirmez une constriction réussie avec la position du nœud et coupez les extrémités de la suture.
10. Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture en soie 6/0 avec un simple motif de suture interrompue. Fermez la peau avec une suture monofilament 6/0 dans un motif de suture continu.

4. Soins postopératoires

1. Appliquez une solution de povidone iodée sur le site de suture et placez l’animal dans une cage préchauffée pour la récupération et la surveillance postopératoire.
2. Injecter de la buprénorphine (0,05 à 0,1 mg/kg s.c. toutes les 12 h) après que l’animal a repris conscience pour soulager la douleur et fournir à la souris une nourriture molle appropriée.
3. Remettez l’animal dans une salle de cycle clair/obscurité de 12 h après récupération complète.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Aiguilles de calibre 30 de 1 pouce	BD, Franklin Lakes, NJ 07417, États-Unis	305128	Courbé comme dans la procédure et la figure 1
Aiguille de calibre 27	BD, Franklin Lakes, NJ 07417, États-Unis	301629	Rendre émoussé et lisse pour l’espaceur
6/0 Dafilon	B. Braun, 34212 Melsungen, Hesse, Allemagne	C0933066
6/0 Silkam	B. Braun, 34212 Melsungen, Hesse, Allemagne	C0762067
Gants stériles	A.R. Medicom, Inc (Asie), Hong Kong
Applicateur en coton	Mannings, Quarry Bay, Hong Kong		Centre commercial local
Crème Dépilatoire	Veet (Hong Kong), Kwun Tong, Kowloon, Hong Kong		Centre commercial local
Ciseaux pour bébé Lexer-Baby	FST, Colombie-Britannique V7H 0A6, Canada	Référence 14078-10
Pince à iris incurvée	FST, Colombie-Britannique V7H 0A6, Canada	Référence 11065-07
Porte-aiguille Micro Olsen-Hegar	WPI, Sarasota, FL 34240, États-Unis	501989
Stéréomicroscope	WPI, Sarasota, FL 34240, États-Unis	PZMIII-BS
Gel pour les yeux GenTeal	Novartis, East Hanover, NJ 07936, États-Unis		Pharmacie locale
Coussin chauffant	Kent Scientific Corporation, Torrington, CT 06790, États-Unis	DCT-20
Ruban chirurgical	Unité des animaux de laboratoire
Kétamine et xylazine	Unité des animaux de laboratoire
Bétadine	Unité des animaux de laboratoire
Buprénorphine	Unité des animaux de laboratoire