Article de méthode

Débandage aortique chirurgical : une procédure pour étudier le remodelage inverse du ventricule gauche dans un modèle murin de constriction aortique

8 juillet 2025

Dans cet article

Résumé

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Source : Goncalves-Rodrigues, P. et al. Étude du remodelage inverse ventriculaire gauche par débandage aortique chez les rongeurs. J. Vis. Exp. (2021)

Cette vidéo démontre la technique de débanding aortique, qui peut conduire à un remodelage inverse pour limiter la progression vers l’insuffisance cardiaque dans un modèle murin. Après la débandation, une réduction significative de la postcharge ventriculaire déclenche une régression de l’hypertrophie ventriculaire et de la fibrose, provoquant une récupération de la fonction cardiaque.

Protocole

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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation et intubation des souris

  1. Anesthésier les jeunes souris C57B1/J6 (20 à 25 g) par inhalation de sévoflurane à 8 % avec 0,5 à 1,0 L/min à 100 % d’O2 dans un tube conique.
  2. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie à l’aide du réflexe de retrait par pincement des orteils.
  3. Placez la souris en position dorsale sur une plaque inclinée et procédez à l’intubation orotrachéale.
  4. Déplacez la souris sur le coussin chauffant et connectez rapidement le tube orotrachéal au ventilateur pour initier la ventilation mécanique.
  5. Ajustez les paramètres du ventilateur à une fréquence de 160 respirations/min et un volume courant de 10 mL/kg.

2. Préparation à la chirurgie (pour les chirurgies de bandage et de débrayage)

  1. Rasez et appliquez la crème dépilatoire du décolleté jusqu’au niveau du milieu de la poitrine des souris.
  2. Appliquez du gel ophtalmique sur les yeux des animaux pour éviter le dessèchement de la cornée.
  3. Placez une sonde rectale et l’oxymètre sur la patte ou la queue pour surveiller la température, l’oxygénation du sang et la fréquence cardiaque, respectivement.
    REMARQUE : L’anesthésie induit une hypothermie importante, il est donc important de maintenir une température corporelle normale pendant la chirurgie pour éviter une diminution rapide de la fréquence cardiaque.
  4. Maintenir l’anesthésie avec du sévoflurane (2,0 à 3,0 %). Vérifiez le bon niveau d’anesthésie par l’absence de réflexe de pincement des orteils.
  5. Placez les souris en escubitus latéral droit sur un coussin chauffant et fixez les membres au système de rétraction du fixateur magnétique avec un ruban adhésif pour maintenir l’animal dans la bonne position pendant l’opération (Figure 1, Figure 2A).
  6. Désinfectez la poitrine de la souris avec de l’alcool à 70 % suivi d’une solution de povidone iodée.

3. Chirurgie de l’anneau aortique ascendant

  1. À l’aide d’une lame jetable, effectuez une petite incision cutanée (~0,5 cm) sur le côté gauche, immédiatement en dessous du niveau de l’aisselle, et disséquez la peau.
  2. Disséquez et séparez doucement le muscle pectoral et les autres couches musculaires jusqu’à ce que les côtes deviennent visibles. Utilisez des pinces fines et évitez de couper le muscle.
  3. Au microscope, identifiez les espaces intercostaux et ouvrez une petite incision entre le 2e et le 3eespace intercostal à l’aide de fines pinces.
  4. Rétractez les côtes en plaçant l’écarteur de poitrine (Figure 1A).
  5. À l’aide d’une petite pince, disséquez doucement et séparez les lobes thymiques jusqu’à ce que l’aorte ascendante devienne visible.
    note: Des applicateurs en coton doivent être utiles en cas de saignement. Une solution saline chaude et stérile doit être administrée par voie sous-cutanée en cas de saignement important (par exemple, l’artère mammaire).
  6. À l’aide d’une petite pince, disséquez doucement l’aorte.
    REMARQUE : L’aorte est considérée comme disséquée lorsqu’il n’y a pas de graisse ou d’autres adhérences autour d’elle et qu’il est possible d’encercler facilement le vaisseau avec une petite pince courbe.
  7. Après la dissection aortique, placez une ligature en polypropylène 7-0 autour de l’aorte à l’aide d’un appareil de ligature et d’une pince incurvée (Figure 1B).
  8. Positionnez l’aiguille émoussée de 26 G parallèlement à l’aorte (pointe pointée vers la tête de la souris) (figure 1B). Pour les souris pesant de 20 à 25 g, cette aiguille induit une constriction aortique reproductible de 65 à 70 %.
  9. Faites 2 nœuds lâches autour de l’aorte et de l’aiguille 26 G à l’aide de 2 pinces (Figure 1B).
  10. Serrez le 1er nœud et, peu de temps après, le2ème nœud. Confirmez brièvement le bon positionnement de la constriction et retirez rapidement l’aiguille pour rétablir le flux sanguin aortique. Enfin, faites un3ème nœud (groupe BA).
  11. Repositionnez le thymus et les muscles dans leur position initiale.
  12. Effectuez la procédure simulée identique à la procédure de constriction mais en gardant la suture lâche autour de l’aorte (groupe YAMA).
  13. Coupez les extrémités de la suture et retirez l’écarteur de poitrine.
    REMARQUE : Les extrémités courtes de la suture peuvent augmenter la probabilité de desserrage des nœuds avec la pression aortique, tandis que les extrémités longues rendent la procédure de débandage plus risquée car des adhérences peuvent se produire entre la suture et l’oreillette gauche.
  14. Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture en polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le plus petit nombre de points de suture possible. Serrez le dernier nœud de poitrine avec les poumons gonflés à la fin de l’inspiration en pinçant la sortie du ventilateur pendant 2 secondes pour regonfler les poumons.
  15. Fermez la peau avec une suture 6-0 en soie/polypropylène selon un motif de suture continu.
    REMARQUE : Si un ventilateur plus récent est utilisé, il est possible de le programmer pour qu’il fasse une pause dans l’inspiration (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)

4. Soins postopératoires

  1. Appliquez une solution de povidone iodée sur le site de suture de la peau.
  2. Pour une analgésie appropriée, administrer de la buprénorphine par voie sous-cutanée 0,1 mg/kg, deux fois par jour, jusqu’à ce que l’animal se rétablisse complètement (généralement 2 à 3 jours après la chirurgie).
  3. Injecter une solution saline stérile par voie intrapéritonéale pour prévenir la déshydratation en cas de saignement important pendant l’intervention.
  4. Coupez l’anesthésie (sans désintuber la souris) et attendez que l’animal récupère les réflexes (les mouvements des moustaches sont un signal d’éveil) et commence à respirer spontanément.
  5. Retirez la canule trachéale.
  6. Laissez l’animal récupérer dans un incubateur à 37 °C.
  7. Remettez l’animal dans une salle de cycle clair/obscurité de 12 h après récupération complète.

5. Chirurgie de débandage aortique

  1. Sept semaines plus tard, effectuez le débaguage de l’aorte chez la moitié des animaux BA.
  2. Répétez toutes les étapes 1.1 à 2.6 mentionnées ci-dessus.
  3. Disséquez doucement les tissus, les adhérences et la fibrose autour de l’aorte jusqu’à ce que sa constriction devienne visible.
  4. Disséquez soigneusement l’aorte et séparez la suture de l’aorte. Coupez la suture à l’aide de ciseaux à ressort à sonde unique coudée (Figure 2B).
  5. Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture en polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le nombre minimum de points de suture possible.
    REMARQUE : Essayez de resserrer la dernière suture thoracique lorsque les poumons sont gonflés pour éviter le pneumothorax.
  6. Fermez la peau avec une suture 6-0 en soie/polypropylène selon un motif de suture continu.
  7. Effectuez toutes les procédures de soins postopératoires comme mentionné à l’étape 4.

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Déclarations de divulgation

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Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Lances d’absorption F.S.TRéférence 18105-03Pour absorber les liquides pendant la chirurgie
Lames F.S.T Référence 10011-00Pour effectuer l’incision cutanée
Buprénorphine BuprelieveAnalgésie
coton-tige Maladie de JohnsonPour absorber les liquides pendant la chirurgie
Crème dépilatoire VétérinairePour déliper l’animal
Housse de table de salle d’opération jetable MEDKINEDYND4030SB Pour couvrir la zone chirurgicale
Moniteur de CO2 en fin d’annéeKent Scientific CapnoStat Pour contrôler la saturation en gaz d’expiration
Pince/pince à épilerF.S.T Référence 11255-20 Pour disséquer les tissus et l’aorte
Pince/pince à épilerF.S.T Référence 11272-30Pour disséquer les tissus et l’aorte
Pince/pince à épilerF.S.T Référence 11151-10Pour disséquer les tissus et l’aorte
Pince/pince à épilerF.S.T Référence 11152-10Pour disséquer les tissus et l’aorte
Système de gaz Penlon Sigma DeltaÀ l’anesthésie et à la ventilation mécanique
Hémostatiques F.S.T Référence 13010-12Pour tenir la suture avant l’aorte
Hémostatiques F.S.T Référence 13011-13Pour tenir la suture avant l’aorte
Aides à la ligature F.S.TRéférence 18062-12Pour placer une suture autour de l’aorte
Enrouleur magnétique F.S.T Référence 18200-20Pour aider à maintenir l’animal dans une bonne position
Porte-aiguille F.S.TRéférence 12503-15Pour suturer l’animal
Aiguille 26 g B-BRAUN4665457Pour servir de molécule de diamètre de constriction aortique
oxygène Air Liquide À l’anesthésie et à la ventilation mécanique
Suture en polypropileneVycrilW8304/W8597 Pour suturer l’animal et faire la constriction
Solution de povidone iodée Bétadine®Antiseptique cutané
PowerLab Instruments MillarML880 PowerLab 16/30 Acquisition du signal de boucle PV
Oxymètre de pouls Kent Scientific MouseStat Pour contrôler la fréquence cardiaque et la saturation sanguine
Rétracteur F.S.TRéférence 17000-01Pour donner une meilleure vue d’ensemble de l’aorte
Manche scalpet F.S.TRéférence 10003-12Pour effectuer l’incision cutanée
ciseaux F.S.TRéférence 15070-08Pour couper la suture lors d’une chirurgie de débanding
ciseaux F.S.TRéférence 14084-09 Pour couper d’autres matériaux pendant l’opération, par exemple une suture, un papper
SévofluraneBaxter Référence 533-CA2L9117
Module de contrôle de la température Kent ScientificRightTemp Pour contrôler la température corporelle des animaux
Ventilateur Kent Scientific PhysioSuitePour aérer l’animal
Bain-marie Thermo Scientific™Réf. TSGP02Pour maintenir une température de l’eau adéquate pour chauffer les câbles de la boucle P-V

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Mots-clés

Constriction aortiquehypertrophie ventriculairefibrose ventriculairer cup ration de la fonction cardiaquesoins postop ratoiresretrait des suturesdissection tissulaire

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