Isolement des ovaires de souris néonatales : une intervention chirurgicale pour prélever une paire d’ovaires à partir d’un modèle de souris néonatale

Résumé

Source : et al. Morgan, S. Culture et co-culture d’ovaires et de follicules ovariens de souris. J. Vis. Exp. (2015).

Dans cette vidéo, nous décrivons une intervention chirurgicale visant à isoler les ovaires d’une souris néonatale.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Dissection et culture néonatale des ovaires

1. Placer 1 mL de milieu de dissection (dissoudre 3 mg/mL de BSA dans le milieu Leibowitz L15 et filtrer stériliser à travers un pore de 0,2 μm et un filtre de 25 mm de diamètre) dans chaque boîte d’embryon en verre stérile.
2. Abattage de petits souris nouveau-nés âgés entre le jour 0 et le jour 5 postnatal, abattage par décapitation.
3. Saisissez la peau recouvrant la paroi abdominale à l’aide d’une paire de pinces à dissection fine et faites une grande incision dans la peau et la paroi du corps. Ouvrez l’incision pour que tout l’abdomen soit exposé. La vessie est généralement engorgée à ce stade et peut être perforée pour faciliter la dissection.
4. Écartez les entrailles à l’aide d’une pince d’horloger. Suivez les cornes utérines de la vessie jusqu’au rein de chaque côté. L’ovaire est situé juste en dessous du rein, au sommet de l’utérus, et apparaîtra comme une structure semblable à un nuage sous un microscope à dissection.
5. Saisissez doucement l’ovaire avec une pince d’horloger et utilisez des ciseaux pour couper son attache à l’utérus. Transférez la paire d’ovaires dans des boîtes embryonnaires contenant un milieu de dissection préchauffé.
6. Réaliser une dissection fine des ovaires au microscope de dissection sur une platine chauffée (37 °C). Utilisez des aiguilles à insuline pour couper le sac de bourse et tout excès de matière, y compris la trompe de Fallope, jusqu’à ce qu’il ne reste que l’ovaire.
7. Transférez chaque ovaire dans le puits d’une plaque de culture à l’aide d’une pipette en verre incurvé finement dessinée.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Leibowitz L15	Invitrogen	11415049
αMEM	Invitrogen	22571020	Fourni sous forme tamponnée au bicarbonate de sodium (2 200 mg/L)
Albumine sérique bovine	Sigma Aldrich	A9418	Pour le milieu de dissection
Albumine sérique bovine	Sigma Aldrich	A3311	Pour milieu de culture
Albumine sérique bovine	Sigma Aldrich	A2153	Pour le revêtement des pipettes en verre
Fsh	Merck Serono	Gonal F	Des tests par lots sont souvent nécessaires. Préparer une solution mère de 1UI/10μL dans αMEM et stocker à -20 °C
Filtres à seringue (25 mm, 0,2 μm)	Greiner	16532K	Filtre en acétate de cellulose pour filtrer de plus grands volumes (>5 ml) de support.
Tubes stériles	Greiner	187261
Plaque à 24 puits	Greiner	Référence 662160
Aiguilles à insuline	Fournitures médicales BD	Référence 037-7606	0,33 mm (29 g) + 1 mL
Boîtes en verre pour embryons	VWR	Référence 720-0579	Stériliser, puis réchauffer avant utilisation
Pipettes en verre	Fisher Scientific	10209381	Revêtement BSA avant utilisation
Aiguilles d’acupuncture	Acumedic Ltée	30 mm x 0,25 de type C
Solution de formol, tamponnée neutre, 10 %	Sigma Aldrich	HT5014-120mL
Membranes nucléopores Whatman	Camlab	WN/110414	Utiliser une surface brillante vers le haut, polycarbonate, 13 mm de diamètre, taille de pores de 8,0 μm