Prélèvement d’ovaires intacts sur une souris : une intervention chirurgicale pour isoler un ovaire complet d’un modèle murin

Résumé

Source : Mason, J. B. et al. Procédures de transplantation ovarienne orthotopique pour étudier l’influence de la sénescence ovarienne sur la durée de vie et de santé chez les souris femelles. J. Vis. Exp. (2018)

Dans cette vidéo, nous décrivons une intervention chirurgicale pour prélever un ovaire intact à partir d’un modèle murin.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Transplantation d’ovaires intacts à des souris âgées

NOTE : Ce protocole décrit la procédure utilisée lors du transfert des ovaires d’une jeune souris (âgée de 60 jours) à une femelle post-reproductive (âgée de 12 mois) de la même souche consanguine. La même procédure est utilisée pour la transplantation ovarienne entre deux souris femelles.

1. Peser et anesthésier l’animal donneur par injection intrapéritonéale (I.P., aiguille de 27 ga), par exemple à l’aide d’un cocktail de kétamine, de xylazine et d’acépromazine (65 mg/kg de kétamine, 13 mg/kg de xylazine 2,0 mg/kg, acépromazine ; dose cocktail - 6,5 ml/kg). Remettez l’animal dans la cage chauffée jusqu’à ce que l’anesthésie ait fait effet.
2. Une fois anesthésié, retirez l’animal de la cage familiale et placez-le sur des serviettes en papier chauffées. À l'aide d'une tondeuse (lame #40 de préférence), retirez les poils de quelques mm de côté sur la ligne médiane, en commençant juste en dessous des côtes et en se déplaçant distalement, en préparant une « tache » coupée d'environ 2 à 3 cm carrée de chaque côté de la souris couchée, laissant une bande de poils d'environ 1 à 2 cm couvrant la ligne médiane.
3. Essuyez légèrement les zones coupées avec de l’éthanol à 70 % et appliquez une solution de bétadine sur le site coupé avec un coton-tige.
4. Appliquez un gel antibiotique pour la protection des yeux et administrez du méloxicam (2,0 mg/kg) par voie sous-cutanée (S.C., aiguille de 27 ga) sur la face latérale du cou de l'animal pour soulager la douleur postopératoire.
5. Placez l’animal en position couchée sur un champ chirurgical stérile chauffé et essuyez la zone coupée avec une gaze de coton de 2 cm x 2 cm imbibée à 70 % d’éthanol.
6. Faites une incision paralombaire de 1,0 à 1,5 cm et disséquez brusquement la peau du fascia sous-jacent. Faites une autre incision à travers le fascia. Disséquer latéralement sous ce fascia aussi superficiellement que possible jusqu’à ce qu’il atteigne la cavité abdominale
7. Placez un petit champ chirurgical sur l’incision (coupé dans une gaze de 2 cm x 2 cm) et mouillez le champ avec une solution saline stérile.
8. À l’aide d’une petite pince, localisez le tissu adipeux qui entoure l’ovaire dans la cavité abdominale et extrayez doucement le coussinet adipeux et placez-le sur le drapé de gaze mouillé. Le coussinet adipeux ovarien apparaîtra « plus blanc » que le tissu adipeux environnant.
9. Placez une pince Bulldog de 1,5 pouce sur le coussinet adipeux (en prenant soin de ne pas obstruer la bourse ovarienne) pour maintenir le tractus en place pendant la procédure.
10. Mettez le microscope à dissection en place et identifiez clairement la bourse ovarienne. Saisissez la bourse à l’aide de deux pinces d’horloger et incisez la bourse ovarienne en face du hile ovarien pour exposer l’ovaire. Si la zone d’accès prévue de la bourse est très vascularisée, appliquez une goutte d’épinéphrine (1:100 000) à l’aide d’une seringue sur la surface de la bourse pour réduire les saignements au moment de la déchirure.
11. Retirez délicatement l’ovaire de la bourse ovarienne et excisez l’ovaire en clampant le hile ovarien avec une pince d’horloger pour éviter les saignements.
12. Placez l’ovaire du donneur dans un verre de montre rempli de solution saline stérile à 4 °C, couvrez sans serrer et réservez jusqu’à ce qu’il soit prêt pour la transplantation.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Microscope de dissection	N’importe quelle lunette de dissection avec une distance de travail réglable.
Recirculateur d’eau chaude et tampon approprié pour votre taille de champ chirurgical/de récupération.	Stryker/Gaymar	TP700	Les coussins d’eau en circulation produisent des champs de fonctionnement et de récupération à température uniforme et constante.
Instruments chirurgicaux-instruments de dissection pour l’accès à l’appareil reproducteur			Le choix d’instruments chirurgicaux spécifiques est très spécifique au chirurgien
Matériel de suture pour bourses ovariennes	Sutures électroniques	2809G : 9-0 ou 2810G : 10-0 ETHILON NOIR 5" BV130-5 CÔNE	La suture 10-0 peut être difficile à localiser si elle tombe sur le terrain de chirurgie.
Éponge en gélatine résorbable	Pfizer	Gelfoam- PFIZER 09-0315-08	Couper en petits morceaux (~2mm) dans des conditions stériles.
Agrafes pour la fermeture de la peau	Becton Dickinson	MikRon Autoclip 9 mm (BD 427631)
Pommade pour les yeux.	MWI Veterinary Supply Co.		Pommade ophtalmique stérile Puralube
Seringues pour l’anesthésie, l’analgésie et l’épinéphrine	MWI Veterinary Supply Co	BD 305536	27g x 3/8in, biseau intradermique 1/2ml
Seringues pour solution saline.	MWI Veterinary Supply Co	BD 309657.	Seringue de 3 ml, embout Luer-Lok, aiguille de 27 g
Tondeuse/lame	Andis	Tondeuse à lame amovible sans fil Super AGR+ ™ et une lame CeramicEdge® #40.	Toute tondeuse avec une lame fine.
éthanol	Approvisionnement en produits chimiques de l’université		Diluer à 70 % pour l’utilisation.
Solution de bétadine	MWI Veterinary Supply Co.	Référence 3233
2x2 tampons de gaze	MWI Veterinary Supply Co.	Référence 3073	Autoclavé avec des packs chirurgicaux
Perles de verre borosilicate	Sigma-Aldrich Co	Z273619	Autoclave en flacons de sintilation
4-vinylcyclohexène diépoxyde	Sigma-Aldrich Co.	Référence 94956