Génération d’un modèle d’infection des voies urinaires : une technique pour administrer des bactéries uropathogènes chez la souris afin de développer un modèle d’infection des voies urinaires

Résumé

Source : Luyts, N. et al., Suivi longitudinal des infections des voies urinaires et leur traitement chez la souris à l’aide de l’imagerie par bioluminescence. J. Vis. Exp. (2021).

Dans cette vidéo, nous décrivons la technique d’administration intravésicale de bactéries uropathogènes pour générer un modèle d’infection urinaire chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour comprendre la propagation de l’infection bactérienne uropathogène dans le système urinaire et les mécanismes qui déterminent la susceptibilité aux infections urinaires.

Protocole

1. Inoculation des animaux

1. Préparation des animaux
   1. Choisissez la ou les souches de souris souhaitées en fonction de la question de recherche et de la disponibilité des lignes d’élimination, des détails expérimentaux et des différences de sensibilité aux infections urinaires. Gardez à l’esprit que le cathétérisme transurétral est plus facile chez les souris femelles. N’utilisez pas d’animaux de moins de 8 semaines, car ils sont immunologiquement immatures. Ici, des souris femelles C57Bl/6J âgées de 12 semaines ont été utilisées.
   2. Commandez les animaux bien à l’avance et laissez-les s’acclimater, idéalement pendant 7 jours. Hébergez les animaux en groupe dans des cages ventilées individuellement, dans des conditions standard de 12 h de lumière et d’obscurité.
   3. Rasez la région abdominale des animaux pour limiter la perte de signal. N’utilisez pas de crème dépilatoire, car elle peut brûler rapidement la peau des animaux. Retenez l’animal en tenant fermement la peau et les membres postérieurs avec la main non dominante tout en rasant avec la main dominante. Vous pouvez également vous raser sous anesthésie à l’isoflurane.
      note: Les animaux ont été rasés 2 jours avant l’imagerie, considérant que les animaux toiletteront encore plus la zone rasée.
   4. Fournir de l’eau et de la nourriture standard à volonté tout au long de l’expérience. Cependant, privez les animaux d’eau 2 h avant l’instillation afin de minimiser le volume de la vessie pendant l’instillation.
   5. Montez un embout d’angiocathéter stérile de 24 G sur une seringue de 100 μL et remplissez la seringue d’une solution bactérienne.
2. Instillation des animaux
   1. Placer les animaux dans une chambre d’induction et les anesthésier par inhalation d’isoflurane avec de l’oxygène pur comme gaz porteur (induction à 3 % et entretien à 1,5 %).
   2. Placez un animal sur une surface de travail en position couchée et maintenez une anesthésie isoflurane stable à l’aide d’un cône nasal pendant l’instillation. Appliquez la pommade pour les yeux.
   3. Expulsez l’urine résiduelle en appliquant une légère compression et en effectuant des mouvements circulaires sur la région sus-pubienne. Nettoyez le bas-ventre avec de l’éthanol à 70 % avant l’instillation.
   4. Lubrifiez l’extrémité du cathéter avec une solution saline normale. Placez l’index de la main non dominante sur l’abdomen et poussez-le doucement vers le haut. Commencez le cathétérisme de l’urètre à un angle de 90° (verticalement) et, une fois qu’une résistance est rencontrée, inclinez-le horizontalement avant de l’insérer davantage (0,5 cm).
      note: Ne poussez jamais avec force le cathéter, car cela endommagerait l’urètre. Des mouvements de rotation doux peuvent être utiles lors de l’insertion d’un cathéter. D’autre part, un manque de résistance indique généralement une insertion erronée dans le vagin.
   5. Effectuer une instillation lente (5 μL/s) de 50 μL de l’inoculum bactérien (2 x 10⁷ UFC).
      note: Des volumes plus élevés ou une instillation plus rapide peuvent provoquer un reflux vers les reins. Lors de la pratique de la technique, l’encre bleue peut être utilisée pour évaluer le reflux.
   6. Après l’instillation, maintenez la seringue et le cathéter en place pendant quelques secondes de plus, puis rétractez-les lentement pour éviter les fuites. Enregistrez toute irrégularité telle qu’une fuite importante ou un méat sanglant et excluez les animaux, si nécessaire.
   7. Placez l’animal en position couchée sur le dos au niveau du cône nasal de la chambre d’imagerie et répétez les étapes précédentes 1.1.1-1.1.6 pour tous les autres animaux. Utilisez un cathéter par groupe expérimental. Assurez-vous que l’anesthésie est continue et minimisez le temps entre le premier et le dernier animal.
   8. Si nécessaire, administrer des antibiotiques ou des médicaments expérimentaux, avant ou après l’imagerie (étape 3). Par exemple, pour administrer de l’enrofloxacine, ajoutez 40 μL de la solution d’enrofloxacine (100 mg/mL) à 3,96 mL de solution saline physiologique pour obtenir une dilution de 1/100. Injecter 100 μL/10 g par voie sous-cutanée à 9 h et à 17 h pour administrer 10 mg/kg d’enrofloxacine deux fois par jour pendant 3 jours.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Aesculap ISIS	Aesculap	GT421	tondeuse à cheveux, avec capuchon GT608
Vaporisateur d’anesthésie	Appareil Harvard limité	n/a	https://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA	Bd	382912	Angiocathéter jaune, utilisez un embout en plastique stérile pour l’instillation
souris C57Bl/6J	Janvier	n/a
Saline tamponnée au phosphate de Dulbecco, Gibco	ThermoFisher Scientific	RÉF 14040-083
Éthanol 70 % dénaturé 5L	VWR international	85825360
Seringue Hamilton GASTIGHT, PTFE luer lock, 100 μL	Sigma-Aldrich	Référence 26203	pour assurer une instillation bactérienne lente de 50 μL
Iso-Vet 1000mg/g	Produits vétérinaires Dechra	n/a	L’isoflurane