Essai de motilité inversée : une technique in vitro pour visualiser le mouvement de la myosine sur des filaments d’actine immobilisés

Résumé

Source : Tripathi, A., et al. Adaptations spécifiques à la myosine des tests de motilité basés sur la microscopie à fluorescence in vitro. J. Vis. Exp. (2021).

Dans cette vidéo, nous effectuons un test de motilité in vitro pour analyser les interactions actine-myosine. Le mouvement de glissement des filaments d’actine sur des molécules de myosine immobilisées est visualisé à l’aide de la microscopie à fluorescence.

Protocole

1. Purification des protéines

1. Lyse cellulaire et extraction de protéines
   1. Préparez un tampon d’extraction 1,5x sur la base du tableau 1. Filtrer et conserver à 4 °C.
   2. Commencez à décongeler les granules de cellules sur de la glace. Pendant que les pastilles décongèlent, complétez 100 ml de tampon d’extraction avec 1,2 mM de dithiothréitol (DTT), 5 μg/mL de leupeptine, 0,5 μM de fluorure de phénylméthylsulfonyle (PMSF) et deux comprimés inhibiteurs de protéase. Restez sur la glace.
   3. Une fois la pastille décongelée, ajoutez 1 mL de tampon d’extraction supplémenté par 10 mL de culture cellulaire. Par exemple, si les granules cellulaires ont été formées à partir de 500 ml de culture cellulaire, ajoutez 50 ml de tampon d’extraction supplémentaire à la pastille.
   4. Sonicez les pastilles de cellules tout en les gardant sur de la glace. Pour chaque pastille, utilisez les conditions suivantes : 5 s ON, 5 s OFF, durée de 5 min, puissance 4-5.
   5. Recueillir tout le lysat homogénéisé dans un bécher et ajouter de l’ATP (solution mère à 0,1 M ; pH 7,0) de sorte que la concentration finale d’ATP soit de 1 mM. Remuez pendant 15 min dans une chambre froide. L’ATP dissocie la myosine active de l’actine, ce qui permet de la séparer lors de l’étape de centrifugation suivante. Il est donc essentiel de passer immédiatement à l’étape suivante afin de minimiser la possibilité d’épuisement de l’ATP et de reliaison à l’actine.
   6. Centrifuger les lysats à 48 000 x g pendant 1 h à 4 °C. Pendant ce temps, commencez à laver 1 à 5 ml d'une suspension à 50 % de résine d'affinité Anti-FLAG (pour une pastille formée de 1 L de cellules) avec 100 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), selon les instructions du fabricant. Par exemple, pour 5 ml de résine, laver 10 ml d’une suspension à 50 %. Lors de la dernière étape de lavage, remettez la résine en suspension avec 1 à 5 ml de PBS avec un volume suffisant pour créer une suspension de 50 %.
   7. Après la centrifugation au lysat, mélanger le surnageant avec la boue de résine lavée et basculer doucement dans la chambre froide pendant 1 à 4 h. En attendant, faites les tampons décrits au tableau 1 et gardez-les sur de la glace.
2. Préparation de purification par affinité FLAG
   1. Centrifuger la solution à l’étape 1.7 à 500 x g pendant 5 min à 4 °C. La résine sera tassée au fond du tube. Sans perturber la résine, retirez le surnageant.
   2. Remettre la résine en suspension dans 50 mL de tampon A comme indiqué au tableau 1 et centrifuger à 500 x g pendant 5 min à 4 °C. Sans perturber la résine, retirez le surnageant.
   3. Remettez la résine en suspension dans 50 mL de tampon B comme indiqué dans le tableau 1 et centrifugez-la à 500 x g pendant 5 min à 4 °C. Répétez cette étape une fois de plus et remettez la résine en suspension dans 20 mL de tampon B. Ensuite, mélangez soigneusement la résine et le tampon en retournant doucement le tube à la main environ 10 fois.
3. élution et concentration des protéines
   1. Préparez 30 ml de tampon d’élution comme décrit dans le tableau 1 et laissez-le refroidir sur de la glace.
   2. Installez la colonne d’élution dans une chambre froide. Versez doucement la boue de résine dans la colonne. Lavez la colonne avec 1 à 2 volumes de colonne de tampon B pendant que la résine s’accumule sur le fond, en veillant à ce que la résine ne se dessèche pas.
   3. Faites couler 1 mL du tampon d’élution à travers la résine et recueillez l’écoulement dans un tube de 1,5 mL. Répéter l’opération de manière à recueillir 12 fractions de 1 mL.
   4. À ce stade, effectuez un test de Bradford grossier sur les fractions pour déterminer qualitativement quelles fractions sont les plus concentrées. Sur une rangée d’une plaque à 96 puits, pipette 60 μL 1x réactif Bradford. Au fur et à mesure que les fractions sont recueillies, mélangez 20 μL de chaque fraction par puits. Une coloration bleu plus foncé indique les fractions les plus concentrées.
   5. Dans un tube de 50 ml, prélevez la protéine restante en pipetant doucement le tampon d’élution restant à travers la colonne, afin de libérer toute myosine restante liée à la résine dans le flux de la colonne. Cette transmission sera concentrée à l’étape suivante. Assurez-vous que la résine est ensuite régénérée pour être réutilisée et stockée conformément aux instructions du fabricant.
   6. Regrouper les trois fractions les plus concentrées et concentrer davantage le flux continu dans le tube de 50 mL ainsi que les fractions restantes de 1 mL à l’aide d’un tube de concentration de 100 000 MWCO. Charger l’échantillon groupé dans le tube de concentration et centrifuger à 750 x g pendant 15 min à 4 °C et répéter l’opération jusqu’à ce que toutes les protéines éluées aient été concentrées à un volume final d’environ 0,5 à 1 mL.
      note: Cette taille de pore permet de retenir les molécules de myosine, qui ont des masses plusieurs fois supérieures à la limite de poids moléculaire. Les chaînes légères restent étroitement liées aux domaines moteurs pendant cette période de concentration, comme vérifié en effectuant une électrophorèse sur gel SDS-PAGE sur le produit final.
4. Dialyse et surgélation
   1. Préparez 2 L de tampon de dialyse, comme décrit dans le tableau 1. Chargez l’échantillon dans un sac ou une chambre de dialyse et dialysez la nuit dans la chambre froide.
      note: Dans le cas de M5a-HMM, après la dialyse d’une nuit, la protéine sera suffisamment pure pour être utilisée dans des tests ultérieurs. D’autres étapes de purification telles que la filtration sur gel ou la chromatographie d’échange ionique peuvent être effectuées, si nécessaire.
5. Récupération de la myosine après dialyse
   1. Pour M5a-HMM, prélevez soigneusement l’échantillon entier de la chambre de dialyse et centrifugez-le à 4 °C pendant 15 min à 49 000 x g au cas où des agrégats indésirables seraient présents. Prenez le surnageant.
6. Détermination de la concentration et surgélation
   1. Pour déterminer la concentration du produit, mesurez l’absorbance à l’aide d’un spectrophotomètre aux longueurs d’onde 260, 280, 290 et 320 nm. Calculez la concentration en mg/mL (c_mg/mL) à l’aide de l’équation 1, où A₂₈₀ représente l’absorption à 280 nm et A₃₂₀ représente l’absorption à 320 nm. La concentration résultante en mg/mL peut être convertie en μM de molécules de myosine à l’aide de l’équation 2, où M est le poids moléculaire de la protéine entière (y compris les chaînes lourdes, les chaînes légères, les fluorophores et toutes les balises).
      c_mg/mL = (A₂₈₀ - A₃₂₀) / ε (1)
      μM molécules = 1000c_mg/mL/M (2)
      note: Si une dilution est nécessaire, elle doit être effectuée dans un tampon à haute force ionique. Le coefficient d’extinction (ε) peut être déterminé en important la séquence d’acides aminés de la protéine dans un programme tel qu’ExPASy. Le rendement typique du M5a-HMM est d’environ 0,5 à 1 mL de protéines de 1 à 5 mg/mL. Le coefficient d’extinction du M5a-HMM utilisé dans cet article était de 0,671.
   2. Conservez la myosine purifiée de l’une des deux manières. Aliquote entre 10 et 20 μL dans un tube à paroi mince, tel qu’un tube de réaction en chaîne de polymérisation, et déposez le tube dans un récipient d’azote liquide pour la congélation instantanée. Alternativement, pipetez directement entre 20 et 25 μL de myosine dans de l’azote liquide et stockez les billes de protéines congelées dans des tubes cryogéniques stériles. Dans les deux cas, les tubes résultants peuvent être stockés dans de l’azote liquide à -80 °C pour une utilisation future.
      note: Étant donné que le dosage de la motilité décrit ci-dessous nécessite de très petites quantités de protéines, le stockage dans de petites aliquotes, tel que décrit, est économique.

2. Dosage TIRF à molécule unique

1. Préparation de la lamelle
   1. Divisez la poudre mère en aliquotes de 10 mg (dans des tubes de 1,5 ml) de méthoxy-Peg-silane (mPEG) et 10 mg d’aliquotes de biotine-Peg-silane (bPEG). Conserver à -20 °C dans un récipient hermétique et à l’abri de l’humidité et utiliser dans les 6 mois.
   2. Chargez huit lamelles carrées de 22 mm d’épaisseur n° 1,5H (haute précision) sur une grille et lavez-les avec 2 à 5 ml d’éthanol à 200 degrés suivis de 2 à 5 ml d’eau distillée. Répétez cette étape de lavage en terminant par de l’eau. Ensuite, séchez complètement les lamelles à l’aide d’une conduite d’air ou de N₂ et nettoyez au plasma avec de l’argon pendant 3 min.
   3. Placez les lamelles propres sur du papier filtre (90 mm) dans une boîte de culture tissulaire (100 x 20 mm) et incubez dans un four à 70 °C en effectuant les étapes suivantes.
      REMARQUE : Le nettoyage au plasma peut être remplacé par d’autres méthodes de nettoyage chimique.
   4. Préparez une solution d’éthanol à 80 % avec du dH₂O et ajustez le pH à 2,0 à l’aide de HCl. Ajoutez 1 mL à une aliquote de 10 mg de mPEG et 1 mL à une aliquote de 10 mg de bPEG. Vortex à dissoudre, ce qui ne devrait pas prendre plus de 30 s.
   5. Prélever 100 μL de la solution bPEG et ajouter 900 μL d’éthanol à 80 % (pH 2,0). Cette solution est de 1 mg/mL de bPEG. Ensuite, faites une solution des deux PEG comme suit, en mélangeant soigneusement.
      1. 200 μL de mPEG à 10 mg/mL (concentration finale : 2 mg/mL).
      2. 10 μL du bPEG de 1 mg/mL (concentration finale : 10 μg/mL).
      3. 790 μL de la solution d’éthanol à 80 % (pH 2,0).
   6. Sortez les lamelles du four. Versez soigneusement 100 μL de la solution PEG au centre de chaque lamelle, en veillant à ce que seule la surface supérieure soit humide. Ensuite, remettez les lamelles dans le four et incubez pendant 20 à 30 min.
   7. Lorsque les lamelles commencent à prendre un aspect troué, avec de petits cercles apparents sur la surface, retirez-les du four.
   8. Lavez chaque lamelle avec de l’éthanol à 100 %, séchez-la avec une conduite d’air et remettez-la au four. Incuber uniquement pendant le temps nécessaire à la création des chambres à l’étape 2.
2. Préparation de la chambre
   1. Nettoyez une lame de microscope pour l’utiliser dans la fabrication de la chambre. Coupez deux morceaux de ruban adhésif double face d’environ 2 cm de longueur.
   2. Placez un morceau au milieu du bord long de la lame de microscope. Assurez-vous que le bord du ruban est aligné avec le bord de la glissière. Placez le deuxième morceau de ruban à environ 2 mm sous le premier morceau de ruban adhésif de sorte que les deux soient parallèles et alignés.
   3. Sortez du four l’une des lamelles fonctionnalisées (créées en 2.1). Collez soigneusement la lamelle sur le ruban de sorte que le côté recouvert de PEG soit face vers le bas et entre en contact direct avec le ruban, comme illustré à la figure 1. À l’aide d’une pointe de pipette, appuyez doucement sur l’interface de la bande coulissante pour vous assurer que la lamelle a correctement adhéré à la lame.
   4. Coupez l’excédent de ruban adhésif suspendu sur la diapositive avec une lame de rasoir. Ces chambres peuvent être utilisées immédiatement ou placées par paires dans un tube de 50 ml et stockées dans un congélateur à -80 °C pour une utilisation future. Il est important de le stocker immédiatement ou la surface se dégradera.
3. Réalisation du test de microscopie TIRF de la myosine 5a
   1. Préparez les solutions pour le dosage de la motilité inversée de la myosine 5a décrit dans le tableau 2 et conservez-les sur de la glace.
   2. Laver la chambre avec 10 μL de 50 mM MB avec 1 mM de DTT.
   3. Débit en 10 μL de la BSA 1 mg/mL en 50 mM MB avec 1 mM DTT. Répétez ce lavage deux fois de plus et attendez 1 minute après le troisième lavage. Utilisez le coin d’un papier de soie ou d’un papier filtre pour évacuer la solution à travers le canal.
   4. Lavage avec 10 μL de 50 mM MB avec 1 mM DTT. Répétez ce lavage deux fois de plus.
   5. Débit dans 10 μL de la solution NeutrAvidin dans 50 mM MB avec 1 mM TNT et attendre 1 min.
   6. Lavage avec 10 μL de 50 mM MB avec 1 mM DTT. Répétez ce lavage deux fois de plus.
   7. Verser dans 10 μL de rhodamine actine biotinylée (bRh-Actin) contenant 1 mM de DTT dans 50 mM MB et attendre 1 min. Pour cette étape, utilisez une pointe de pipette à gros alésage et évitez de pipeter de haut en bas pour minimiser le cisaillement des filaments d’actine fluorescents afin de garantir que les filaments d’actine longs peuvent être fixés à la surface (20-30 μm ou plus). Une alternative efficace consiste à couper le cône d’une pointe de pipette standard (avec une ouverture de ≈1-1,5 mm).
   8. Lavage avec 10 μL de 50 mM MB avec 1 mM DTT. Répétez ce lavage deux fois de plus.
   9. Versez 30 μL de tampon final avec 10 nM de myosine 5a ajoutée, puis chargez-le immédiatement sur le microscope TIRF et enregistrez après avoir trouvé la mise au point optimale pour la modalité d’imagerie TIRF. Les temps d’exposition entre 100 et 200 ms sont appropriés à une puissance laser de 1,4 mW pour l’actine et la myosine marquée à la GFP. Le temps d’acquisition approprié pour l’analyse de la vitesse est de 3 min.

Tableau 1 : Tampons utilisés dans la purification des protéines.

Nom de la mémoire tampon	composition	Étape(s) utilisée(s)	Commentaires
M5a Tampon d’extraction	0,3 M NaCl	1.1	Restez sur la glace.
	15 mM MOPS, pH 7,2
	15 mM MgCl2
	1,5 mM EGTA
	4,5 mM NaN3
Tampon A	0,5 M NaCl	2.2	Restez sur la glace.
	10 mM MOPS, pH 7,2
	0,1 mM EGTA
	3 mM NaN3
	1 mM d’ATP
	1 mM de TNT
	5 mM MgCl2
Tampon B	0,5 M NaCl	2.3	Restez sur la glace.
	10 mM MOPS, pH 7,2
	0,1 mM EGTA
	3 mM NaN3
	1 mM de TNT
Tampon d’élution	0,5 M NaCl	3.1	Restez sur la glace.
	0,5 mg/mL de peptide FLAG
	10 mM MOPS, pH 7,2
	0,1 mM EGTA
	3 mM NaN3
	pH 7,2
M5a Tampon de dialyse	500 mM KCl	4.1	Utilisez du dHfroid 2O pour porter au volume.
	10 mM MgCl2
	10 mM MOPS, pH 7,2
	0,1 mM EGTA
	1 mM de TNT

Tableau 2 : Zones tampons utilisées dans les essais TIRF.

Nom de la mémoire tampon	composition	Étape(s) utilisée(s)	Commentaires
4X Tampon de motilité (4X Mo)	80 mM MOPS, pH 7,2		Aspire le filtre et stocke à 4°C
	20 mM MgCl2
	0,4 mM EGTA
	pH 7,4
50 mM Tampon de motilité du sel (50 mM MB)	25 % v/v 4 fois Mo		Aspire le filtre et stocke à 4°C
	50 mM KCl
	Augmenter au volume avec dH2O
Tampon de motilité du sel 150 mM (150 mM MB)			Filtre sous vide et stockage à 4°C
myosine		Voir la recette du « Tampon final »	Restez sur la glace.
2 mg/mL de neutravidine	2 mg/mL de neutravidine	3.5	Restez sur la glace.
	1 mM de TNT
	Diluer dans 50 mM MB
1 mg/mL d’albumine sérique bovine (BSA)	1 mg/mL de BSA	3.3	Restez sur la glace.
	1 mM de TNT
	Diluer dans 50 mM MB
200 nM de rhodamine-phalloïdine biotinylée F-actine (bRh-Actine)	200 nM de rhodamine-phalloïdine biotinylée F-actine	3.7	Évitez le cisaillement en ne faisant pas de vortex ou de pipetage de haut en bas. Pour mélanger, retournez doucement.
	1 mM de TNT
	Diluer dans 50 mM MB
MB avec TNT	50 mM TNT	3.2, 3.4, 3.6, 3.8	Garder sur la glace.
	Diluer dans 50 mM MB
Tampon final	50 mM KCl	3.9	Ajoutez le glucose, la glucose oxydase et la catalase immédiatement avant de réaliser l’expérience. Restez sur la glace.
	20 mM de MOUSSE, pH 7,2
	5 mM MgCl2
	0,1 mM EGTA
	1 mM d’ATP
	50 mM TNT
	1 μM de calmoduline
	2,5 mg/mL de glucose
	100 μg/mL de glucose oxydase
	40 μg/mL de catalase
	10 nM de myosine

Résultats

Figure 1 : Préparation de chambres de cellules d’écoulement fonctionnalisées.(A) Commencez avec une lame de microscope nettoyée, deux morceaux de ruban adhésif double face coupés à environ 2 cm et une lamelle fonctionnalisée. (B) Ajoutez le ruban adhésif au centre de la lame de microscope. (C) Fixez la lamelle sur le ruban avec le revêtement v...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Solution de 2 M MgCl2	VWR	Référence 10128-298
Solution NaCl 5 M	KD Médical	RGE-3270
acide acétique	ThermoFisher Scientific	984303
Gel d’affinité anti-FLAG M2	Millipore Sigma	A2220	https://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Bulletin/a2220bul.pdf
ATP	Millipore Sigma	A7699
G-actine biotinylée	Cytosquelette, Inc.	AB07
Albumine sérique bovine	Millipore Sigma	Référence 5470
bPEG-silane	Laysan Bio, Inc	Biotine-PEG-SIL-3400-1g
Concentré de réactifs Bradford	Bio-Rad	5000006
Calmoduline		PMID : 2985564
catalase	Millipore Sigma	C40
Lignée cellulaire (Sf9) dans SF-900 II SFM	ThermoFisher Scientific	11496015	http://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bevtest.pdf https://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bactobac_man.pdf
Papier filtre circulaire - Dosage inversé	Millipore Sigma	WHA1001090
Comprimés complets d’inhibiteur de protéase sans EDTA	Millipore Sigma	5056489001	Celui-ci doit être stocké à 4 °C. Les comprimés peuvent être utilisés directement ou peuvent être reconstitués sous forme de solution mère 25x en dissolvant 1 comprimé dans 2 mL d’eau distillée. La solution obtenue peut être conservée à 4 °C pendant 1 à 2 semaines ou au moins 12 semaines à -20 °C.
Tubes à concentration (100 000 MWCO)	EMD Millipore Corporation	UFC910024	Le MWCO du tube n’est pas nécessairement « taille unique », tant que le MWCO est inférieur au poids moléculaire total de la protéine purifiée. Le M5a était concentré avec un tube de 30 000 MWCO.
Colorant Coomassie Brilliant Blue R-250	ThermoFisher Scientific	Référence 20278
Porte-couvercle	Millipore Sigma	Z688568-1EA
Lamelles : Dosage de la motilité inversée	Azer Scientific	ES0107052
Tubulure de dialyse (3500 Dalton MCWO)	Fischer Scientific	Référence 08-670-5A	Le diamètre du tube de dialyse peut varier, mais le MWCO doit être le même. Les tubes peuvent être conservés dans une solution d’alcool à 20 % à 4 °C.
DL-Dithiothreitol	Millipore Sigma	D0632
Ruban adhésif double face	Dépôt de bureaux	909955
Peptide DYKDDDDDK	GenScript	RP10586	Celui-ci peut être dissous dans un tampon contenant 0,1 M de NaCl, 0,1 mM d’EGTA, 3 mM de NaN3 et 10 mM de MOPS (pH 7,2) jusqu’à une concentration finale de 50 mg/mL. Celui-ci peut être stocké à -20 °C sous forme d’aliquotes de 300 μL.
EGTA	Millipore Sigma	E4378
Colonne d’élution	Bio-Rad	Référence 761-1550	Ceux-ci peuvent être réutilisés. Pour nettoyer, rincez la colonne avec 2-3 volumes de colonne de PBS et d’eau distillée. Réfrigérez la colonne à 4°C avant utilisation.
éthanol	Fischer Scientific	N° A4094
glucose	Millipore Sigma	Référence G8270
Glucose oxydase	Millipore Sigma	G2133
Solution tampon de glycine, 100 mM, pH 2-2,5, 1 L	Biotechnologie de Santa Cruz	SC-295018
Hcl	Millipore Sigma	320331
Kcl	Fischer Scientific	Réf. P217-500
Pointes de pipette à grand orifice	Fischer Scientific	Tél. : 02-707-134
Inhibiteur de la protéase de la leupeptine	ThermoFisher Scientific	Référence 78435
Mark12 Échelle standard non teintée	ThermoFisher Scientific	Référence LC5677
méthanol	Millipore Sigma	Référence MX0482
Lames de microscope	Fischer Scientific	Référence : 12-553-10
Vadrouilles	Fischer Scientific	BP308-100
mPEG-silane	Laysan Bio, Inc	MPEG-SIL-2000-1g
NaN3	Millipore Sigma	Réf. S8032
NeutrAvidine	ThermoFisher Scientific	Référence 31050
NuPAGE 4 à 12 % Bis-Tris Mini Gel Protéiné, 15 puits	ThermoFisher Scientific	NP0323PK2
Tampon d’échantillonnage NuPAGE LDS (4X)	ThermoFisher Scientific	Réf. NP0007
Saline tamponnée au phosphate, pH 7,4	ThermoFisher Scientific	10010023
PMSF	Millipore Sigma	Référence 78830	Le PMSF peut être préparé sous forme de solution mère de 0,1 M dans de l’isopropanol et stocké à 4 °C. L’ajout d’isopropanol entraîne une précipitation cristalline, qui peut être dissoute en agitant à température ambiante. Immédiatement avant l’utilisation, le PMSF peut être ajouté goutte à goutte à une solution à agitation rapide jusqu’à une concentration finale de 0,1 mM.
Lames de rasoir	Dépôt de bureaux	397492
Rhodamine-Phalloïdine	ThermoFisher Scientific	R415	Le stock peut être dilué dans du méthanol à 100 % jusqu’à une concentration finale de 200 μM.
Médias Sf9	ThermoFisher Scientific	Référence 12658-027	Celui-ci doit être stocké à 4° C. Sa durée de conservation est de 18 mois à compter de la date de fabrication.
Boîte de culture tissulaire - Essai inversé	Corning	353003	Chaque boîte de culture tissulaire peut contenir environ quatre lamelles.
Pointes de pipette à parois lisses de 200 μL	Thomas Scientific	Référence 1158U38
équipement
centrifugeuse	ThermoFisher Scientific	75006590
microscope	Nikon	Modèle : Eclipse Ti avec système H-TIRF avec objectif 100x TIRF (N.A. 1.49)
Caméra microscope	Andor	Modèle : Caméra iXon DU888 EMCCD (format de capteur 1024 x 1024)
Boîtier de contrôle de l’environnement du microscope	Frappe de Tokai	Boîte isotherme personnalisée
Unité laser microscope	Nikon	LU-n4 Unité laser à quatre lasers avec lasers à semi-conducteurs pour 405 nm, 488 nm, 561 nm et 640 nm
Centrifugeuse de banc intermédiaire	ThermoFisher Scientific	Modèle : CR3i
Sonicateur Misonix	Misonix	XL2020
Ultracentrifugeuse de table Optima Max-XP	Beckman Coulter	393315
Nettoyeur plasma	Diener electronic GmbH + Co. KG	Type de système : Zepto
Sonde sonicatrice (3,2 mm)	Qsonica	Réf. 4418
Incubateur standard	relieur	Modèle : 56
Mélangeur à tube Waverly	Waverly	TR6E