1. Génération de BMM
- Semez 1 x 107 cellules/10 mL dans une boîte de culture de 10 cm et ajoutez du M-CSF 100 ng/mL. La concentration finale de M-CSF est de 100 ng/mL de milieu de culture. Incuber la culture à 37 °C, 5 % de CO2 pendant 3 jours.
- Après 3 jours, retirer le milieu de culture, laver vigoureusement les cellules avec 10 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) deux fois pour éliminer les cellules non adhérentes, ajouter 5 ml de trypsine-EDTA à température ambiante 0,02 % dans du PBS et incuber à 37 °C, 5 % de CO2 pendant 5 min.
- Détachez les cellules par un pipetage minutieux. Assurez-vous que les cellules ont été détachées en observant la culture au microscope (les cellules doivent apparaître arrondies et flottantes dans le milieu). Si les cellules restent attachées, répétez soigneusement le pipetage pour les détacher. Lorsque les cellules ont été détachées, ajoutez 5 mL de α-MEM pour inactiver la réaction.
- Recueillir les cellules dans un tube conique de 50 mL et centrifuger à 300 x g pendant 5 min. Jeter le surnageant et laver avec 5 mL de α-MEM.
- Centrifuger à 300 x g pendant 5 min et remettre la pastille en suspension dans 10 mL de α-MEM.
- Effectuez un comptage cellulaire.
- Semez 1 x 106 cellules/10 mL dans une boîte de culture de 10 cm et ajoutez du M-CSF 100 ng/mL. La concentration finale de M-CSF est de 100 ng/mL de milieu de culture. Incuber la culture à 37 °C, 5 % de CO2 pendant 3 jours.
2. Génération d’ostéoclastes à partir de BMM en tant que précurseurs d’ostéoclastes
- Après 3 jours, récoltez les cellules attachées qui représentent le BMM comme des précurseurs d’ostéoclastes, en suivant les étapes 1.2-1.7.
- Amorcer le BMM à 5 x 104 cellules/200 μL de α-MEM dans une plaque à 96 puits. Ajouter du RANKL pour une concentration finale de 50 ng/mL ou du TNF-α pour une concentration finale de 100 ng/mL. Ajouter du M-CSF pour une concentration finale de 100 ng/mL dans chaque puits.
- Ajouter des anticorps anti-c-fms (concentrations finales de 0, 1, 10, 100, 1000 ng/mL) dans chaque puits.
- Incuber à 37 °C, 5 % CO2 pendant 4 jours. Changez de support tous les deux jours pendant 4 jours.
3. Coloration à la phosphatase acide résistante au tartrate (TRAP)
- Après 4 jours d’incubation, aspirez doucement le milieu de culture de chaque puits. Lavez chaque puits une fois avec 200 μL de PBS à température ambiante.
- Ajouter 200 μL de formol à 10 % dans chaque puits pour la fixation et incuber pendant 1 h à température ambiante. Aspirez le formol et lavez chaque puits 3 fois avec de l’eau déminéralisée.
- Ajouter 200 μL de Triton X-100 à 0,2 % dans du PBS dans chaque puits pour la perméabilisation et incuber pendant 1 h à température ambiante. Aspirez le Triton X-100 et lavez chaque puits 3 fois avec de l’eau déminéralisée.
- Ajouter 200 μL de solution de coloration TRAP dans chaque puits. Visualisez la tache au microscope. Il faudra de 10 à 30 minutes pour que la tache se développe correctement.
- Aspirez la tache et lavez chaque puits avec de l’eau déminéralisée 3 fois, puis séchez à l’air. Conservez-le à température ambiante pour l’utiliser lors d’une observation plus approfondie.