Un modèle murin de poche d’air pour la collecte d’exsudat inflammatoire induit par les lipopolysaccharides

Dans cet article

Résumé

Source : Lu, Q., et al. Détection de la migration et de l’infiltration des neutrophiles chez la souris. J. Vis. Exp.(2020).

Cette vidéo décrit la procédure de génération d’une poche d’air dans le tissu sous-cutané de souris et de collecte des exsudats inflammatoires en réponse à l’administration de lipopolysaccharides in vivo. Cette vidéo couvre également l’analyse de l’infiltration des neutrophiles dans la poche d’air.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Dosage de la poche d’air

Première injection d’air
1. Le jour 0, anesthésier complètement les souris avec de l’isoflurane à 5 % pendant 3 min dans une chambre d’anesthésie gazeuse à une vitesse de 2 L/min, et maintenir l’anesthésie de chaque souris dans une seule unité respiratoire avec de l’isoflurane à 2 % à une vitesse de 0,5 L/min
  note: Une profondeur d’anesthésie suffisante est assurée en pinçant les orteils avant de déplacer les souris de la chambre à l’unité respiratoire unique. Les jambes ne doivent pas bouger lorsque les orteils sont pincés.
2. À l’aide d’un filtre de 0,22 μm fixé à une seringue de 5 mL, on obtient un volume de 3 mL d’air stérilisé.
3. Soulevez la peau arrière de la souris anesthésiée à l’aide d’une pince à épiler et injectez par voie sous-cutanée 3 ml d’air stérilisé à l’aide d’une aiguille de 26 g x 3/8 po.
4. Après le traitement, retirez les souris de l’unité respiratoire. Surveillez les souris pour vous assurer qu’elles sont en vie jusqu’à ce qu’elles commencent à se déplacer.
Deuxième injection d’air
1. Le 3e jour, injecter 3 mL supplémentaires d’air stérilisé dans la poche d’air précédemment établie pour maintenir la poche d’air comme décrit à la section 1.1.
traitement
1. Le jour 6, 6 h avant le sacrifice, injectez différents traitements dans la poche d’air. Injecter 1 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) comme témoin négatif. Injecter 1 mL de LPS de 1 μg/mL comme témoin positif pour induire une inflammation locale.
2. Anesthésier complètement les souris avec 5 % d’isoflurane pendant 3 min dans une chambre d’anesthésie gazeuse à une vitesse de 2 L/min, et maintenir l’anesthésie de chaque souris dans une seule unité respiratoire avec 2 % d’isoflurane à une vitesse de 0,5 L/min. Préparez le tampon de lavage conformément à la Table des matériaux.
  note: Une profondeur d’anesthésie suffisante est assurée en pinçant les orteils avant de déplacer les souris de la chambre à l’unité respiratoire unique. Les jambes ne doivent pas bouger lorsque les orteils sont pincés.
3. Pour chaque poche d’air, lavez la poche d’air avec 1 mL de tampon de lavage et recueillez l’exsudat inflammatoire dans un tube à centrifuger de 15 mL. Lavez la poche d’air avec 2 ml de tampon de lavage 2 fois et recueillez l’exsudat inflammatoire dans le même tube de centrifugation.
4. Centrifuger à 100 x g pendant 10 min à RT. Jeter le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 1 mL de tampon de lavage. Comptez les cellules pour quantifier le rapport des neutrophiles à l’aide de l’analyseur d’hématologie automatique.
  note: Voir les résultats représentatifs dans la figure 1.

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Résultats

figure-results-1
Figure 1 : Résultats représentatifs de l’essai de la poche d’air. (A) Illustration de l’essai de poche d’air. (B) Résultats représentatifs de l’infiltration de sous-ensembles de leucocytes dans l’essai de poche d’air. PBS : contrôle ; LPS : 1 μg/mL de LPS. Les données sont présentées sous forme de ± écart-type moyens.