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Génération d’un modèle murin de paludisme cérébral expérimental à l’aide de sporozoïtes dérivés de moustiques hôtes

July 8th, 2025

In This Article

Abstract

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Source : Hoffmann, A. et al., Suivi in vivo du développement de l’œdème et de la pathologie microvasculaire dans un modèle de paludisme cérébral expérimental à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique.J. Vis. Exp.(2017)

Cette vidéo montre la génération d’un modèle murin expérimental de paludisme cérébral. Des sporozoïtes isolés de moustiques femelles infectées par Plasmodium berghei sont injectés dans les veines de la queue d'une souris restreinte, entraînant une rupture de la barrière hémato-encéphalique et une inflammation cérébrale, provoquant un paludisme cérébral. Ce modèle de souris infectée offre un outil précieux pour étudier in vivo la pathologie microvasculaire associée au paludisme cérébral.

Protocol

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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Infection

  1. Infectez les moustiques Anopheles stephensi avec Plasmodium berghei ANKA en les nourrissant pendant 15 min sur une souris gamétocytémique. Maintenez les moustiques infectés à 80 % d’humidité et à 21 °C.
  2. Prélever les moustiques femelles dans leur cage 17 à 22 jours après le repas de sang. Placez-les sur de la glace pour les anesthésier.
  3. À l’aide d’une pince, placez trois à quatre moustiques sur une lame de verre recouverte d’une goutte de milieu RPMI froid. Placez la lame sous un microscope.
  4. À l’aide d’une pince, étirez soigneusement le moustique entre la tête et le corps. Isolez la glande salivaire à l’aide d’une seringue et d’une aiguille. Répétez cette procédure avec les moustiques restants.
  5. Prélevez les glandes salivaires de la lame de verre en les aspirant à l’aide d’une pipette en verre et en les recueillant dans un tube à centrifuger de 1,5 ml.
    note: Selon les taux d’infection, 8 000 à 15 000 sporozoïtes infectieux peuvent être obtenus par glande salivaire.
  6. Pendant environ 3 minutes, écrasez les glandes salivaires isolées à l’intérieur du tube de centrifugation avec un petit bâtonnet en plastique pour isoler les sporozoïtes du tissu des glandes salivaires.
  7. Centrifuger pendant 3 min à 1 000 x g et 4 °C pour purifier les sporozoïtes des tissus restants.
  8. Pipetez le surnageant, qui contient les sporozoïtes (SPZ), dans un nouveau tube à centrifuger et comptez les sporozoïtes purifiés dans un hémocytomètre Neubauer.
  9. Ajuster la concentration de sporozoïtes purifiés à 10 000/mL en ajoutant une solution saline tamponnée au phosphate.
  10. Injecter un total de 1 000 sporozoïtes (0,1 ml) dans les veines de la queue de souris consanguines C57BL/6 pour initier l’infection. Pour faciliter les injections, placez les souris C57BL/6 dans une unité de contention et placez les queues dans de l’eau chaude (environ 37 °C) pour faciliter la visualisation des veines de la queue.
    note: L’injection elle-même est une procédure courte qui peut être effectuée en quelques secondes.
  11. Une fois par jour, vérifiez la parasitémie au stade sanguin sur les frottis sanguins à partir du 3e jour après l’infection SPZ.
  12. Évaluez les souris une fois par jour avec le score RMCBS (Rapid Murine Coma and Behavior Scale), à partir du jour 5 après l’injection de sporozoïte.
  13. Évaluez les souris à l’aide d’une imagerie par résonance magnétique (IRM) en fonction du score de l’échelle RMCBS (Rapid Murine Coma and Behavior Scale) et de la question de recherche à aborder.

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Disclosures

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Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
L’isofluraneBaxter1001747pour l’anesthésie
DotaremGuébert1086923Produit de contraste Gd-DTPA ; 0,5 mmol/ml
Amira (programme de traitement d’images)Groupe FEIVersion Amira 5.3.2
MATLABLe MathWorks, Inc.,Sortie 2012b
Boîte à outils FDTBibliothèque de logiciels de FMRIB

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Tags

Experimental Cerebral MalariaSporozoite IsolationMouse Model GenerationPlasmodium bergheiSalivary Gland DissectionTail Vein InjectionBlood Brain BarrierMicrovascular PathologySporozoite PurificationHemocytometer Counting

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