Enregistrement de l’activité neuronale du tissu hippocampique déplié à l’aide d’un réseau de microélectrodes pénétrantes

Résumé

Source : Zhang, M., et al. Propagation de l’activité neuronale dans une préparation d’hippocampe dépliée avec un réseau de micro-électrodes pénétrantes. J. Vis. Exp. (2015).

Cette vidéo montre la procédure de mise en place d’une chambre d’enregistrement avec un réseau de microélectrodes pénétrantes (PMEA) pour capturer les signaux neuronaux d’un hippocampe déplié. Cette méthode nous permet d’étudier in vitro la vitesse et la direction de propagation de l’activité neuronale au sein de l’hippocampe déplié.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des échantillons d’animaux ont été examinées et approuvées par l’examen éthique approprié des animaux.

1. Solutions pour la chirurgie et l’enregistrement expérimental

1. Préparez un tampon de liquide céphalo-rachidien artificiel normal (aCSF) contenant (mM) NaCl (chlorure de sodium) 124, KCl (chlorure de potassium) 3,75, KH₂PO₄ (dihydrogénophosphate de potassium) 1,25, MgSO₄ (sulfate de magnésium) 2, NaHCO₃ (bicarbonate de sodium) 26, Dextrose 10 et CaCl₂ (chlorure de calcium) 2. Utilisez cet aCSF normal pour la récupération des tissus après la dissection et pour le système de lavage au début de l’expérience.
2. Préparez du saccharose aCSF qui est utilisé lors de la dissection de l’hippocampe et qui contient (mM) : Saccharose 220, KCl 2,95, NaH₂PO₄ (dihydrogénophosphate de sodium) 1,3, MgSO₄ 2, NaHCO₃ 26, Dextrose 10 et CaCl₂ 2. Afin d’induire une activité épileptiforme dans la préparation de tissu hippocampique intact, ajoutez de la 4-Aminopyridine (4-AP) à l’aCSF normal à la concentration de 100 μM.

2. Placer l’hippocampe déplié sur le réseau de microélectrodes pénétrantes (PMEA) pour enregistrer l’activité neuronale

1. Pour préparer le dispositif expérimental, remplissez une bouteille d’aCSF normal et une autre bouteille d’aCSF 4-AP. Dans les deux flacons, bullez 95 % O₂ / 5 % CO₂ dès le tout début de chaque expérience. Utilisez un connecteur à trois vannes pour contrôler la solution qui sera sélectionnée au cours d’une expérience. Connectez un tube à vide à la sortie de la chambre pour pomper la solution dans un bac à poussière. Chauffez la canalisation avant de la livrer dans la chambre d’enregistrement et maintenez la solution à un niveau de température contrôlé (35 °C).
2. Lorsque l'entrée et la sortie de la chambre d'enregistrement sont fermées, utilisez une pipette en verre compte-gouttes sur mesure pour transférer et placer l'hippocampe déplié dans la chambre. Sous le microscope, positionnez l’hippocampe déplié à l’aide d’un petit pinceau régulier pendant que le tissu flotte dans la solution. Placez l’hippocampe déplié avec son alvéus vers le bas, la zone CA3 pointant vers l’extérieur et le champ CA1 pointant vers le chercheur.
3. Aspirez soigneusement la solution dans la chambre à l’aide d’une pipette à vide depuis le bord de la chambre d’enregistrement pour abaisser le niveau de solution jusqu’à ce que la chambre soit sèche et que le tissu soit abaissé sur le réseau. Ensuite, placez soigneusement une ancre tissulaire sur mesure (figure 1) (n° 7 dans Matériaux et équipements spécifiques) sur le tissu pour maintenir l’hippocampe déplié sur le réseau. Mettez quelques gouttes de solution dans la chambre d’enregistrement pour la remplir, et ouvrez progressivement l’entrée et la sortie pour ajuster le débit à environ deux gouttes par seconde dans la chambre d’égouttement IV.
4. Incuber le tissu dans la chambre d’enregistrement avec de l’aCSF normal pendant environ 1 min pour récupérer, puis changer l’alimentation en solution pour de l’aCSF dissous 4-AP et ajuster correctement le débit. Incuber le tissu dans de l’aCSF dissous en 4-AP pendant environ 5 à 10 minutes, puis le chercheur pourrait démarrer le logiciel pour enregistrer le signal lorsque l’activité spontanée apparaît.

Résultats

Graphique 1. Dispositif expérimental. (A) Un couvercle en plastique avec des vis est placé sur les circuits pour les protéger contre d’éventuels dégâts des eaux. La chambre d’enregistrement est dotée de tubes d’entrée et de sortie pour transporter le flux de solution. Une ancre tissulaire sur mesure collée avec un treillis en fibre de nylon est utilisée pour sécuriser le tissu pendant les expé...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
petit pinceau	Lowe's	tem # : 105657 Modèle # : 90219	Celui avec la plus petite taille dans un emballage de pinceau normal
Outil d’aide en verre poli au feu	n/a	n/a	Cet outil était poli au feu et fabriqué à partir des pipettes en verre Pasteur ordinaires.
Aiguille en verre sur mesure	n/a	n/a	Cet outil était poli au feu et fabriqué à partir des pipettes en verre Pasteur ordinaires.
Outil en verre sur mesure avec une boucle de fil métallique	n/a	n/a	Cet outil a été poli au feu et fabriqué à partir des pipettes en verre Pasteur ordinaires avec une boucle de fil métallique remodelée.
Compte-gouttes de solution de verre sur mesure	n/a	n/a	Cet outil a été fabriqué à partir de pipettes en verre Pasteur ordinaires avec ses pointes coupées et une tête en caoutchouc fixée avec l’extrémité coupée.
Ancrage tissulaire sur mesure	n/a	n/a	Un treillis en fibre de nylon a été collé sur un anneau de fil de cuivre isolé. L’ancre tissulaire a été maintenue par un micromanipulateur.
Réseau de microélectrodes fabriqué sur mesure	n/a	n/a	Pour plus de détails sur le réseau, veuillez vous référer à Kibler, et al, 2011.
Circuits de filtres et d’amplificateurs sur mesure pour le réseau	n/a	n/a	Pour plus de détails sur le réseau, veuillez vous référer à Kibler, et al, 2011.
Processeur d’acquisition de données 3400a	Laboratoires Microstar	n/a	Il s’agit d’un système complet d’acquisition de données avec convertisseur A/N.