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Mesure des potentiels d’action musculaire composés dans les muscles des membres antérieurs de souris in vivo

8 juillet 2025

Dans cet article

Résumé

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Source : Pollari, E. et al., Mesure électrophysiologique in vivo du potentiel d’action musculaire composé des membres antérieurs dans des modèles murins de dégénérescence des motoneurones.J. Vis. Exp. (2018).

Cette vidéo présente une technique in vivo de mesure du potentiel d’action musculaire composé (CMAP) chez la souris. Il décrit les étapes de mise en place des électrodes, de stimulation des neurones des membres antérieurs qui innervent les fibres musculaires et d’enregistrement des réponses musculaires. La technique évalue la démyélinisation neuronale et la perte de neurones fonctionnels.

Protocole

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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation des animaux et anesthésie

  1. Induire une anesthésie chez la souris par inhalation d’isoflurane/oxygène. Utilisez 4 % d’isoflurane pour l’induction de l’anesthésie et 2-3 % pour le maintien à un débit d’oxygène de 2,5 L/min. Ajustez le pourcentage d’isoflurane pour le maintien de l’anesthésie en fonction de l’état de la souris, c’est-à-dire que les souris petites et faibles nécessitent moins d’anesthésiques. Confirmez une anesthésie adéquate, par exemple en appliquant une légère pression sur le coussin de marche des membres postérieurs pour vérifier l’absence de réflexe de retrait de la douleur.
  2. Contrôlez la température corporelle de la souris à l’aide d’une plaque chauffante thermostatique à 37 °C pour éviter la diminution de la température corporelle pendant l’anesthésie.
  3. Ajustez la souris avec le cône nasal pour le maintien de l’anesthésie. Assurez-vous que l’animal reçoit suffisamment d’oxygène en vérifiant que le cône nasal n’obstrue pas les voies respiratoires et que l’animal respire régulièrement.
  4. Pendant l’enregistrement, surveiller si la souris est suffisamment anesthésiée en observant la fréquence respiratoire (environ 1 Hz en anesthésie) et l’absence de réflexe de retrait sur une légère pression. Augmentez manuellement la concentration d’isoflurane si l’anesthésie n’est pas assez profonde.
  5. Après les mesures, laissez la souris récupérer sur la plaque chauffante ou dans la chaleur d’une lampe infrarouge jusqu’à ce qu’elle ait retrouvé une conscience suffisante pour maintenir la décubitus sternal, pendant environ 2 à 5 min. Ne laissez pas la souris sans surveillance et en compagnie d’autres souris jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie de l’anesthésie.

2. Mesure du CMAP dans les membres antérieurs

  1. Utilisez les électrodes à aiguille 27 G pour les mesures CMAP des membres antérieurs. Voir la figure 1 pour les emplacements recommandés pour le positionnement des électrodes.
  2. Placez les électrodes sur les membres antérieurs comme suit.
    1. Placez la souris sur le coussin chauffant en position couchée et utilisez du ruban adhésif pour étendre les deux membres antérieurs sur les côtés du corps (Figure 1B).
    2. Placez les électrodes de stimulation (1 = anode et 2 = cathode) par voie sous-cutanée des deux côtés du membre antérieur pour les aligner avec le nerf du plexus brachial. Soulevez la peau pour insérer l’aiguille perpendiculairement à travers la peau et enfoncez environ 5 mm de l’aiguille sous la peau sans perforer les muscles sous-jacents.
    3. Placez l’électrode d’enregistrement (3) par voie sous-cutanée sur le muscle biceps brachial en soulevant la peau. Placez l’électrode de référence (4) sur les coussinets de marche à 3 mm de profondeur et à un angle de 30 degrés. Placez l’électrode de masse (5) par voie sous-cutanée sur le côté de la souris.
      note: Les électrodes sont à proximité les unes des autres dans cette configuration. Empêchez les électrodes de se toucher car cela déforme l’enregistrement.

3. Acquisition de données

  1. Démarrez la stimulation en appuyant sur le bouton de stimulus récurrent de l’unité de contrôle et tournez le bouton du contrôleur d’intensité pour augmenter le stimulus. Stimulez tous les axones à l’aide de 1 impulsion/s avec une durée de stimulus de 0,1 ms. Sélectionnez la fréquence et la durée correctes dans les menus déroulants du logiciel.
  2. Pour atteindre des stimuli supramaximaux (5-20 mA ; dans des conditions démyélinisantes jusqu’à 60 mA), appliquez des stimuli croissants en tournant le bouton du contrôleur d’intensité jusqu’à ce que l’amplitude de la réponse CMAP cesse d’augmenter. À partir de là, augmentez encore le stimulus de 20 % pour vous assurer que l’amplitude du CMAP a atteint sa réponse maximale. Mettez fin à la stimulation en appuyant à nouveau sur le bouton de stimulus récurrent.
  3. À l’aide de l’outil de marqueur, indiquez les points suivants de l’enregistrement : déclenchement du stimulus, initiation de la réponse, pic positif maximal et pic négatif maximal (Figure 2).
  4. Déterminez la latence (en ms) comme un délai entre le déclenchement du stimulus et le début de la réponse (Figure 2). Définissez le déclenchement de la réponse comme le premier point où l’amplitude commence à augmenter. Utilisez la latence pour évaluer la démyélinisation des axones.
  5. Mesurez l’amplitude (mV) entre le pic négatif maximal et le pic positif maximal (Figure 2). Utilisez l’amplitude de l’amplitude pour corréler le nombre d’axones fonctionnels.

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Résultats

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Graphique 1. Positionnement des électrodes pour les mesures CMAP.La position des électrodes est présentée pour les membres postérieurs (A) et antérieurs (B). Les électrodes sont numérotées comme suit : 1 : anode et 2 : électrodes de stimulation de cathode, 3 : électrode d’enregistrement active, 4 : électrode de référence et 5 : électrode de mise à la terre.

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Déclarations de divulgation

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Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Électrode à aiguille sous-cutanée rechargeable, Pl/IrTechnomedTE/S61-434L’aiguille mesure 13 mm (0,51") de longueur, 0,4 mm (27G) de diamètre
Système d’électrodiagnostic NatusNeurologie NatusUltraPro S100Appareil EMG
synergieNeurologie Natusversion 20.1.0.100Logiciel EMG pour UltraPro S100
Contrôleur PhysitemRothacher-Medical GmbHTCAT-2LVCoussin chauffant
Débitmètre numérique pour système d’anesthésie de base combi-vet avec vaporisation TEC 3Rothacher & PartnerCV 30-301-DVaporisateur et débitmètre d’isoflurane
Iso-Vet 1000 mg/g Piramal Healthcare UK LimitedAP/DRUGS/220/96L’isoflurane
souris SOD1-G93ALe Laboratoire Jackson#002726Compagnons de portée témoins ALS tg et non-tg, uniquement femelles
Souris PrP-hFUS-WT3Le Laboratoire Jackson#017916 Compagnons de portée témoins ALS tg et non-tg, tous les groupes équilibrés pour les mâles et les femelles
Souris C57BL/6JaxLe Laboratoire Jackson#000664Souris non-tg pour l’axotomie, mâles et femelles
Souris C61-PMP22La lignée de souris a été généreusement offerte par le Prof. M. Sereda (Institut Max Planck de médecine expérimentale, Göttingen, Allemagne).Compagnons de portée témoins CMT tg et non-tg, tous les groupes équilibrés pour les mâles et les femelles

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Mots-clés

Potentiel d action musculaire composlectrophysiologie in vivoPlacement des lectrodesStimulation nerveuseMesure de la latenceAnalyse de l amplitudeD my linisation neuronalePerte neuronale fonctionnelleStimulation supramaximale

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