Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.
1. Préparation de la tubulure, de l’électrode et des instruments pour l’intervention chirurgicale
- Utilisez les instruments microchirurgicaux suivants : des ciseaux chirurgicaux, des micro-ciseaux coudés, des pinces à tissus, une paire de micro-pinces incurvées Dumont #7 et #5, un porte-micro-aiguille et des écarteurs.
note: Il s’agit d’une procédure aiguë, de sorte que les instruments n’ont pas besoin d’être stérilisés. Après utilisation, nettoyez et essuyez les pointes avec de l’éthanol à 70 %.
- Trempez le tube dans de l’éthanol à 70 %, puis rincez-le avec du NaCl stérile à 0,9 % avec de l’héparine à 100 U/mL avant utilisation. Laissez le tube rempli pour éviter d’introduire des bulles d’air dans le système.
- Coupez un morceau de tube en polyéthylène (PE)-50 de 20 à 30 cm pour fabriquer un cathéter pour la mesure de la pression intracaverneuse (ICP). Assurez-vous que le tube est aussi court que possible pour réduire l’amortissement de la pression.
- Pliez une aiguille 24G stérile d’un côté à l’autre jusqu’à ce que l’aiguille se brise au milieu. Connectez la pièce avec le biseau à l’extrémité distale du tube en PE pour l’insertion dans les crus péniens. Insérez l’autre moitié dans le moyeu pour la connexion au transducteur de pression. Remplissez le système d’une solution saline héparinée (100 U/mL).
- Pour fabriquer l’électrode bipolaire recouverte de téflon, coupez deux fils d’argent de 125 μm à la même longueur. Utilisez un morceau de ruban adhésif pour attacher les fils au bord de la table et enfilez-les ensemble. Ensuite, fixez l’électrode à une plaque noire.
- Faites une petite incision dans le téflon et utilisez la micro-pince #5 pour enlever une longueur de 4 à 5 mm de revêtement en téflon des extrémités des électrodes. Coupez les pointes avec un scalpel pour obtenir une longueur uniforme et créez des crochets en pliant les extrémités autour du bord émoussé d’une lame de scalpel.
- Collez l’électrode avec l’extrémité qui s’étend légèrement sur le bord de la plaque noire avec les crochets pointant vers le haut. Mélangez la colle silicone sur une plaque en plastique pendant 10 s et enroulez une bulle de colle autour de l’électrode à 1-2 mm du crochet.
- Laissez-le sécher pendant environ 5 minutes avant de l’utiliser (Figure 1). Retirez le téflon d’une section plus longue à l’autre extrémité pour permettre la connexion au stimulateur.
note: Lors de la refonte des crochets à l’extrémité distale, l’électrode peut être réutilisée plusieurs fois.
2. Préparation de l’animal
- Après avoir anesthésié l’animal, rasez la moitié inférieure de l’abdomen, le cou et le périnée. Frottez l’animal avec de l’alcool à 70 % suivi de povidone iodée trois fois. Placez le rat sur un coussin chirurgical chauffé en position couchée. Appliquez une pommade oculaire vétérinaire et passez l’anesthésie à un cône nasal avec 2,5 % d’isoflurane et 0,8 L/min d’oxygène comme support.
note: Ajustez le niveau d’isoflurane et d’oxygène pour obtenir un niveau d’anesthésie acceptable.
3. Préparation préopératoire
- Effectuez l’ensemble de l’intervention chirurgicale sous un microscope opératoire : un grossissement allant de 3,15X à 20X suffit. Utilisez des gants et maintenez un environnement propre tout au long de la chirurgie. Placez le rat sur un drapé.
4. Dissection du muscle ischio-caverneux pour la mesure ICP
- À l’aide d’un scalpel, de ciseaux droits et d’une micro-pince incurvée Dumont #7 pour faire une incision cutanée verticale de 1 cm sur 5 mm latéralement à la ligne médiane, en commençant au niveau de la base du pénis et en s’étendant vers le bas (Figure 2A). À l’aide d’un coton-tige, séparez soigneusement le fascia latéral du scrotum (figure 2B). Après avoir disséqué le fascia, fixez les écarteurs et palpez avec un embout en coton pour trouver la tubérosité ischiatique (figure 2C).
- Disséquez à travers le tissu adipeux médial de ce point jusqu’à ce que le muscle ischiocaverneux soit visualisé (Figure 3A). Utilisez une paire de micro-pinces incurvées Dumont #7 et séparez le muscle longitudinalement. La tunique albuginée apparaîtra sous la forme d’une structure blanche brillante (Figure 3B). À l’aide d’une micro-pince et d’un micro-ciseau, exposez adéquatement la tunique albuginée pour voir son parcours (Figure 3C).
- Après avoir calibré les paramètres du système, insérez le tube à travers la peau du périnée, en vous assurant qu'il est parallèle au crus du pénis (Figure 4). Laissez la ligne en place et gardez l’incision humide avec une solution saline.
5. Dissection du CN pour la stimulation
- Faites une incision abdominale médiane plus basse de 2 cm à travers la peau à l’aide d’un scalpel d’abord, puis d’une paire de ciseaux droits et d’une micro-pince. Créez une incision correspondante à travers le fascia le long de la ligne blanche et du tissu musculaire sous-jacent pour exposer la vessie et la prostate.
- Utilisez des écarteurs pour obtenir une bonne exposition. À l’aide d’écouvillons cotons-tiges, séparez la prostate du tissu adipeux afin d’obtenir une visualisation claire du ganglion pelvien majeur (MPG) et du nerf caverneux (CN), qui s’étendent sur la face dorsolatérale de la prostate (Figure 5).
- Après avoir visualisé le MPG et le CN, inciser soigneusement le fascia recouvrant le nerf de 2 à 5 mm distal au MPG avec des micro-ciseaux coudés (Figure 6a). À l’aide d’une micro-pince #5, étalez le tissu de chaque côté du nerf et en dessous de celui-ci pour libérer une portion de 4 mm de long (Figure 6b), et glissez une suture 9-0 sous le nerf (Figure 6c).
- Élevez légèrement le nerf à l’aide de la suture (Figure 7a) pour faciliter le placement des crochets de l’électrode bipolaire autour du nerf (Figure 7b). Laissez un assistant mélanger la colle silicone à deux composants avec la pointe d’une aiguille à insuline pendant 5 s. Séchez le nerf et appliquez la colle sur la zone autour des crochets et du nerf (Figure 7c, d). Gardez le nerf élevé en tirant légèrement sur l’électrode pendant environ 1 minute pour permettre à la colle de sécher.
- Retirez les enrouleurs, à l’exception des enrouleurs du côté droit, pour éviter toute traction ou torsion de l’électrode. Mouillez les organes exposés avec une solution saline et appliquez de la gaze imbibée de solution saline sur l’incision.
6. Canulation du corps caverneux pour la mesure ICP
- Restaurer la visualisation de la tunique albuginée à l’aide d’écarteurs. Assurez-vous de ne pas attacher les écarteurs au muscle ischiocaverneux car cela déformerait les crus.
- Fixez l’aiguille et rincez le tube avec une solution saline héparinée avant de l’introduire dans la tunique albuginée. Gardez la tunique albuginée étirée, à l’aide de la micro-pince incurvée Dumont #7 dans une main (non dominante), en tenant la tunique albuginée et le reste du muscle distal sus-jacent jusqu’au point d’insertion. Tenez l’aiguille avec une micro-pince droite dans l’autre main dominante et introduisez-la parallèlement au trajet du corps caverneux (Figure 8).
- Enfoncez l’aiguille de 5 à 8 mm dans le corps caverneux. Rincez le tube et appuyez sur le crus pour tester la conduite (Figure 9). Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites. Fixez le tube à la table avec du ruban adhésif pour éviter de tirer accidentellement sur la ligne. Retirez les écarteurs.
7. Stimulation du CN
- Lors de l’exécution du programme d’enregistrement (par exemple, Spike 2), enregistrez en continu la pression intracaverneuse et la pression artérielle moyenne.
- Réglez les paramètres suivants sur un stimulateur (par exemple, SD9 Grass Instruments, voir Tableau des matériaux) pour la stimulation CN : courant à 1,5 mA, fréquence à 16 Hz, tension à 3 V et largeur d’impulsion à 5 ms. Appliquez 50 s de stimulation avec un minimum de 1 min de repos entre les stimulations.
note: Les premières stimulations entraînent généralement une diminution de la réponse (Figure 10).
