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Génération d’un modèle murin de lésion cérébrale traumatique à l’aide d’une sonde d’impacteur

July 8th, 2025

In This Article

Abstract

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Source : Furmanski, O., et al. Modèle d’impact cortical contrôlé de lésions cérébrales de souris avec transplantation thérapeutique de cellules neurales dérivées de cellules souches pluripotentes induites humaines. J. Vis. Exp. (2019).

Cette vidéo montre la procédure pour induire une lésion cérébrale traumatique du crâne ouvert chez une souris en pratiquant une incision sur la ligne médiane du crâne, en perçant le crâne et en retirant le lambeau osseux pour exposer le cortex cérébral, et en appliquant une pression élevée pour induire un traumatisme. La plaie est ensuite suturée pour préparer le modèle murin aux expériences ultérieures.

Protocol

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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Craniectomie et impact cortical contrôlé

  1. Préparation de l’appareil d’impact cortical contrôlé et des fournitures chirurgicales.
    1. Chargez une seringue à embout coulissant de 1 ml avec 0,5 ml de solution saline stérile pour l’irrigation des plaies. Fixez une aiguille de 25 G à la seringue pour contrôler l’irrigation.
    2. Préparer une solution diluée de cyclosporine A (CsA) dans du sulfoxyde de diméthyle (DMSO) jusqu’à une concentration finale de 1 mg/mL. Chargez une deuxième seringue à embout coulissant de 1 ml avec 0,5 ml de solution d’immunosuppression. Fixez une aiguille de 25 G ou plus à la seringue CsA.
    3. Fixez le piston d’impact cortical contrôlé à un bras sur un cadre stéréotaxique et réglez-le à un angle de 15 °. Fixez une sonde d’impact de 3 mm sur le piston.
    4. Réglez la vitesse de l’impact sur 1,5 m/s et le temps de séjour de l’impact sur 0,1 s pour produire une lésion corticale légère.
  2. Effectuer une craniectomie unilatérale
    1. Placez la souris dans une chambre d’induction d’anesthésie reliée à un vaporisateur d’isoflurane avec une source d’oxygène comprimé. Induire une anesthésie avec ~3 % d’isoflurane à ~0,7 L/min d’oxygène. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réponse au pincement de l’orteil.
    2. Rasez le cuir chevelu à l’aide d’une tondeuse électrique et essuyez toute fourrure lâche.
    3. Placez la souris dans un cadre stéréotaxique avec un cône nasal d’administration d’anesthésie attaché.
      1. Placez un coussin chauffant à 37 °C sur le cadre stéréotaxique sous la souris pour maintenir la température corporelle sous anesthésie. Fixez la tête en place avec des barres d’oreille et une barre de morsure et orientez la tête de manière à ce que l’os frontal du crâne soit horizontal. Maintenez l’anesthésie à ~1,5 % à 2 % d’isoflurane pendant toute la durée de la chirurgie.
    4. Pour effectuer des soins préopératoires et une préparation chirurgicale aseptique, appliquez une pommade ophtalmique antibiotique sur les yeux à l’aide d’un coton-tige stérile. Appliquez une solution à base d’iode sur la zone du cuir chevelu rasé. Éliminez-le avec de l’éthanol à 70 %. Couvrez l’animal avec un champ chirurgical fenêtré de sorte que le haut de la tête soit visible, mais que les yeux soient couverts.
    5. Faites une incision médiane (1,5-2 cm) sur le cuir chevelu à l’aide d’un scalpel ou de ciseaux. Utilisez des cotons-tiges stériles pour nettoyer la plaie et dégager le fascia gauche de la ligne médiane au niveau du bregma.
    6. Utilisez la sonde de l’impacteur pour identifier le site de la craniectomie.
      1. Réglez le point de référence stéréotaxique (X = 0, Y = 0) sur bregma. Ajustez la sonde latéralement à 2 mm à gauche de la ligne médiane. Tracez un cercle de 5 mm de diamètre autour de la sonde à l’aide d’un marqueur à pointe fine et sans danger pour la chirurgie. Soulevez et tournez l’impacteur hors de sa position.
    7. Utilisez l’outil à main du kit de micromoteur rotatif à grande vitesse pour faire un trou ouvert dans le crâne à l’aide d’un foret à meule à pointe ronde de 0,6 mm ou 0,8 mm à une vitesse maximale de ~70 % à 80 %. Appliquez une légère pression sur le crâne tout en perçant le long du contour circonférentiel de 5 mm pour amincir cette bordure.
      1. N’appliquez pas de pression excessive pendant le perçage. Les vibrations, la compression ou la pénétration accidentelle peuvent causer des lésions corticales. Au lieu de cela, laissez la vitesse du foret faire le travail.
      2. Ne percez pas trop longtemps à un endroit donné pour éviter un échauffement par friction excessif du crâne. Irriguez la craniectomie de temps en temps avec une solution saline stérile pour éliminer les débris et réduire l’échauffement de l’outil rotatif.
      3. Faites très attention lors du forage sur la ligne de suture coronale, car ces points sont vulnérables aux hémorragies.
    8. À l’aide d’une pince à épiler fine, retirez le rabat du crâne lorsque le contour de la craniectomie est suffisamment aminci. Saisissez le rabat médialement, soulevez-le et tirez doucement latéralement avec un mouvement radial.
      1. N’endommagez pas la dure-mère lorsque vous soulevez le lambeau, cela peut provoquer des blessures graves et des hémorragies.
  3. Effectuer une blessure légère et contrôlée par impact cortical
    1. Nettoyez la sonde de l’impacteur à l’aide d’un tampon de préparation à l’alcool stérile. Remettez la sonde de l’impacteur en position sur le cortex exposé. Abaissez la sonde jusqu’à ce qu’elle touche la surface de la dure-mère. Marquez cette position comme Z = 0.
    2. Retirez le piston et déplacez-vous à Z = -1,0 mm. Déchargez le piston pour qu’il frappe le cortex.

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Disclosures

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Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Seringues de 1 mlBecton Dickinson (BD)309659
Aiguilles de seringue Precision Glide 25GBecton Dickinson (BD)305122
Vaporisateur anesthésiqueVetlandRéférence 0521-11-22
Tissu pour la manipulation des animauxAchat dans un grand magasin
BétadineProduits PurdueNDC-67618-151-32
Oxygène compriméProduit de choix ; varie selon la région
cyclosporine ASigma-Aldrich30024 à 100 mg
sulfoxyde de diméthyle (DMSO)Sigma-AldrichD8418-500ml
DMEMInvitrogen (ThermoFisher)Référence A14430-01
pince à épiler fineOutils scientifiques finsRéférence 11254-20
forcepsOutils scientifiques finsRéférence 91106-12
Kit de micromoteur rotatif à grande vitesseForedom Electric Co.K.1070 à K.107018
Ideal Micro Drill Burr Set De 5Point cellulaire scientifique60 à 1000
Impact One Impacteur stéréotaxique pour CCILeica Biosystems39463920
pommade ophtalmiqueFalcon PharmaceuticalsNDC-61314-631-36
cadre stéréotaxique pour petits rongeursStoeltingRéférence 51925
petits ciseauxOutils scientifiques finsRéférence 14060-09
Tampons de préparation à l’alcool stérilesFisherbrandTél. : 06-669-62
cotons-tiges stériles/cotons-tiges KendallTyco Soins de santéRéférence 540500
Solution saline stérileHospiraNDC-0409-1966-07
Sutures - Soie 5.0 avec aiguille incurvéeoasisMV-682

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Tags

Traumatic Brain Injury Mouse ModelControlled Cortical ImpactImpactor Probe TechniqueCraniectomy ProcedureBrain Cortex ExposureStereotaxic Frame UseHigh Pressure ImpactScalp Suturing MethodMouse Anesthesia ProtocolBone Flap Removal

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