Article de méthode

Réalisation d’une chirurgie de l’hémisection de la moelle épinière thoracique chez le rat

8 juillet 2025

Dans cet article

Résumé

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Source : Brown, A. R., et al., Chirurgie de l’hémisection de la moelle épinière thoracique et évaluation locomotrice en champ libre chez le rat. J. Vis. Exp. (2019).

Cette vidéo montre la procédure chirurgicale pour effectuer une hémisection de la moelle épinière thoracique chez le rat. Il décrit les étapes à suivre pour exposer le segment T8 de la moelle épinière, effectuer l’hémisection pour perturber les voies neurales d’un côté et fournir des soins postopératoires.

Protocole

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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Chirurgie de l’hémisection thoracique

  1. Portez un équipement de protection approprié (gants, masque et blouse) pour maintenir un environnement aseptique pour la chirurgie. Nettoyez la zone chirurgicale avec des lingettes imbibées d’alcool et placez des champs chirurgicaux stériles sur le champ opératoire. Stérilisez les outils chirurgicaux et placez-les sur le champ opératoire.
  2. Anesthésier le rat sous l’effet d’un mélange d’isoflurane (3 % d’induction, 0,5 à 3 % d’entretien) et d’oxygène (1 L/min). Confirmez la profondeur appropriée de l’anesthésie chirurgicale en vérifiant l’absence de pincement des orteils et de réponses réflexes cornéennes. Surveillez en permanence le rat pendant toute la procédure et ajustez la quantité d’anesthésie administrée au besoin pour maintenir la profondeur de l’anesthésie chirurgicale.
  3. Rasez le tronc dorsal entre la hanche et le cou, placez le rat sur le champ opératoire, désinfectez le site d’incision avec des lingettes imbibées d’alcool et une solution de proviodine et maintenez la température corporelle centrale à 37 °C à l’aide d’un coussin chauffant contrôlé par rétroaction et surveillé par un thermomètre rectal.
  4. Placez une pommade ophtalmique sur les yeux pour les garder hydratés et réappliquez-en tout au long de la chirurgie si nécessaire.
  5. Faites une incision de 2,5 cm dans la peau en recouvrant les vertèbres T6−T10 avec un scalpel. Rétractez la peau et la graisse superficielle à l’aide de ciseaux de dissection émoussés.
    REMARQUE : Les segments vertébraux T6−T10 peuvent être identifiés soit par palpation douce des segments dorsaux de la colonne vertébrale à partir de la base du crâne à partir de la protubérance notable de la vertèbre thoracique 2nd, soit caudalement par palpation de la côte flottante la plus postérieure, ce qui induira un mouvement dans les 13th vertèbres thoraciques.
  6. Séparez les muscles paravertébraux en insérant sur la face dorsale des vertèbres T7 à T9 à l’aide de ciseaux de dissection émoussés et d’un écarteur auto-retenu. Débridez et dégagez tout tissu restant à l’aide de pinces fines et d’applicateurs à pointe de coton pour exposer les apophyses épineuses et les lames vertébrales.
    REMARQUE : Cette étape et les suivantes sont grandement facilitées par la visualisation microscopique (~5−15x).
  7. Coupez soigneusement les facettes (articulations zygapophysaires) bilatéralement sur les vertèbres T7 et T8 avec des coupe-bordures osseux délicats. Coupez superficiellement le tissu conjonctif dorsal entre les lames vertébrales T8 et T9 avec un scalpel (1 mm de profondeur) en prenant soin de ne pas blesser le cordon sous-jacent.
  8. Retirez l’apophyse épineuse de la vertèbre T8 à l’aide d’un coupe-os. À l’aide d’une pince hémostatique incurvée soigneusement serrée sur l’apophyse épineuse T7, tournez l’extrémité caudale des lames T8 légèrement rostralement (~20°), insérez les coupe-os sous la lame T8 et effectuez une coupe médiane s’étendant le long de la lame. Poursuivez la laminectomie en répétant les incisions sur les côtés gauche et droit de la lame vertébrale médiale aux apophyses transverses pour exposer la moelle épinière.
    REMARQUE : Veillez à retirer tous les fragments d’os créés lors de la laminectomie.
  9. Versez de la lidocaïne (2 %, 0,1 ml) dans le canal rachidien exposé et retirez la dure-mère recouvrant le segment rachidien T8 à l’aide de pinces fines et de ciseaux d’iridectomie. Répétez l’administration de lidocaïne sur le cordon exposé et identifiez la ligne médiane du cordon en visualisant une ligne centrale créée entre les apophyses épineuses s’étendant entre les vertèbres T7 et T9 exposées.
    NOTE : En plus des apophyses épineuses sur T7 et T9, les ganglions de la racine dorsale exposés sur T8 peuvent également être utilisés pour aider à l’identification de la ligne médiane. Une aiguille de 30 G peut être placée dans la ligne médiane du cordon pour aider à l’hémisection suivante.
  10. Hélicez la moelle épinière de la ligne médiane vers un côté avec un couteau à dissectionner. Veillez à ne pas couper l’artère spinale antérieure du côté ventral (n’appliquez pas de pression ferme sur le corps vertébral). À l’aide de ciseaux d’iridectomie, coupez soigneusement tout tissu restant du côté lésé de la moelle épinière pour vous assurer que le quadrant ventrolatéral est correctement transecté.
  11. Placez une éponge hémostatique stérile imbibée de solution saline (~6 x 2 mm) dans la cavité exposée au-dessus de la moelle épinière et suturez les couches musculaires (4-0 polyglactin 910). Ensuite, suturez la peau autour du site d’incision.
  12. Fournir un analgésique adéquat (buprénorphine 0,05 mg/kg sous-cutané [s.c.]), un antibiotique (enrofloxacine, 10 mg/kg s.c.) et reconstituer les liquides perdus avec 5 cc de solution de ringer lactate (intrapéritonéale [i.p.]) immédiatement après la chirurgie.
  13. Retirez le rat de l’anesthésie. Placez le rat dans un environnement chaud sous un coussin chauffant ou une lampe (~ 33 °C) jusqu’à ce que l’animal soit complètement réveillé.
  14. Fournissez une analgésie supplémentaire tous les jours pendant les 3 premiers jours post-chirurgicaux et surveillez continuellement les signes de douleur, de perte de poids, de miction inadéquate, d’infection, de problèmes de cicatrisation des plaies ou d’autophagie.

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Déclarations de divulgation

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Aucun conflit d’intérêts n’a été déclaré.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BaytrilCDMV11242
Ciseaux de dissection émoussésWorld Precision Instruments503669
hydrochlorure de buprénorphineCDMV
Oxygène gazeux compriméPraxair
Applicateurs à embout en cotonCDMV108703
Tondeuses osseuses délicatesOutils scientifiques fins16109-14
Couteau à dissectionOutils de science fine10055-12
Pince fine Dumont Outils scientifiques fins11254-20
Ethicon Vicryl 4/0 Violet Tressé FS-2 suture (J392H)CDMV111689
Coussin chauffant contrôlé par rétroactionAppareil de Harvard55-7020
Rats Long-Evans femellesLaboratoires Charles RiverCode de la souche : 006225-250g
GelfoamCDMV102348
Pince hémostatique courbéeOutils de science fine13003-10
Stérilisateur à billes chaudesOutils de science fine18000-45
Hydrogel70-01-5022Effacer H20
IsofluoraneCDMV118740
La solution de Ringer lactéeCDMV116373
Lidocaïne (2 %)CDMV123684
Aiguille 30 gaCDMV4799
Pommade ophtalmiqueCDMV110704
Saline physiologiqueCDMV1399
ProviodineCDMV4568
Régime liquide pour rongeursBioservF1268
Lame de scalpal #11CDMV6671
Enrouleur auto-retenueWorld Precision Instruments14240
Ciseaux à ressort pour iridectomie VannasOutils scientifiques fins15002-08
Appareil d’anesthésie vétérinaire et vaporisateur d’isofluaraneDispomed975-0510-000

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Mots-clés

Chirurgie du ratexposition de la vert bre T8coupe de la lameablation de la dure m reinterruption des voies neuralessoins postop ratoirescadre st r otaxiqueponge h mostatique

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