Induction d’une ischémie par occlusion de l’artère cérébrale moyenne et de l’artère carotide commune dans un modèle de rat

Résumé

Source : Wayman, C. et al., Réalisation d’une occlusion distale permanente du cerveau moyen avec une occlusion de l’artère carotide commune chez des rats âgés pour étudier l’ischémie corticale avec incapacité soutenue. J. Vis. Exp. (2016)

Cette vidéo montre la procédure d’occlusion distale permanente de l’artère cérébrale moyenne, ou MCAO, avec la ligature de l’artère carotide commune, ou ligature CCA, chez des rats âgés pour modéliser l’AVC ischémique. Cela bloque le flux sanguin vers le cerveau, entraînant la mort neuronale et générant un modèle pour étudier les mécanismes de l’AVC et les traitements potentiels.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Chirurgie

1. Utiliser des rats âgés femelles à capuchon Lister à 16-18 mois (250 à 400 g) et induire une anesthésie avec 5 % d’isoflurane dans 1,5 L/min O₂. Après l’induction de l’anesthésie, réduire le taux d’isoflurane et le maintenir à une profondeur adéquate mais minimisée pour la chirurgie (par exemple , 1,5-2 %). Administrez l'anesthésie à l'animal à l'aide d'un masque facial et utilisez un système de récupération pour limiter l'exposition du chirurgien à l'isoflurane.
   1. Effectuez toutes les procédures jusqu’à la craniotomie, mais pas incluse, sur des animaux fictifs, car cette procédure peut produire des déficits comportementaux. Tenez compte des objectifs expérimentaux lors de la conception d’expériences d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) et décidez si un groupe fictif à contrôler pour la craniotomie doit être inclus ou non.
2. Administrer un analgésique en pré ou périopératoire (Carprieve, 0,25 mg/kg, s. coupure).
   1. Ajouter 1 ml à 19 ml de solution saline stérile à 0,9 % pour obtenir la solution mère et injecter 0,6 ml par 300 g de rat. L’utilisation de Carprieve est préférée à celle du carprofène car le premier est stable à température ambiante (RT).
3. Rasez la fourrure sur la région ventrale du cou et la région temporale sur l’hémisphère droit pour exposer la peau. Désinfectez les sites chirurgicaux à l’aide d’écouvillons à l’éthanol.
   1. Effectuez cette étape loin de la zone d’opération pour minimiser la quantité de fourrure au site d’incision.
4. Placez le rat sur un tableau en liège recouvert d’un rideau stérile en position couchée sur un coussin chauffant. Appliquez la crème à la lidocaïne sur les régions rasées de la tête et du cou. Insérez une sonde rectale pour surveiller et maintenir la température de l’animal entre 36,5 et 37,5 °C avec un système homéothermique.
   1. Mettez une pommade lacrylube sur les yeux pour éviter le dessèchement. Injecter au rat une solution de sulfate d’atropine (0,05 ml d’une solution de 600 μg/ml, par voie sous-cutanée) pour réduire les sécrétions trachéales.
      NOTE : Les chercheurs devraient envisager de mesurer des variables physiologiques telles que les gaz sanguins et la pression.
5. Avant de commencer l’opération, vérifiez le retrait du pincement de la patte arrière et les réflexes de clignement des yeux pour confirmer l’anesthésie complète.
6. À l’aide d’un microscope à dissection, faites une incision médiane centrale de 2 cm sur le cou exposé à l’aide d’un scalpel. Déplacez doucement les glandes salivaires latéralement à la trachée des deux côtés.
7. Enroulez une suture en soie non résorbable autour de la peau qui recouvre l’artère carotide commune d’un côté. Retirez doucement la peau du site à l’aide de la suture en soie et collez-les sur le panneau de liège à l’aide de ruban chirurgical pour révéler l’artère carotide commune. Disséquez soigneusement les artères pour les libérer du fascia environnant et les nerfs vaux à l’aide de pinces fines.
   1. Veillez à ne pas endommager le muscle ou les nerfs vagues pendant cette étape, car cela nuirait à l’alimentation, à la déglutition et à la respiration.
8. Une fois que l’artère carotide commune est exposée, utilisez une suture en soie non résorbable (5/0) pour isoler la carotide, en séparant d’abord la carotide du nerf vague en disséquant inversement avec une pince fine et en prenant soin de ne pas entrer en contact avec le nerf. Une fois que le vaisseau a été bouclé (mais pas attaché) avec la suture, collez les extrémités de la suture ensemble à l’aide de ruban chirurgical pour éviter que cette étape ne soit défaite. Retirez les sutures qui retiennent la peau sus-jacente.
9. Répétez l’opération pour l’autre côté.
10. Placez une gaze stérile imbibée de solution saline dans la plaie pour garder les tissus humides pendant le reste de la chirurgie. Suturez sans serrer la peau et placez une gaze supplémentaire imbibée de solution saline sur la zone pour éviter une déshydratation supplémentaire.
11. Placez les rats en position latérale et faites une incision dans la peau au point médian entre l’orbite droite et le conduit auditif externe. Rétractez la peau à l’aide d’un maximum de cinq écarteurs de crochet élastiques de 3 mm épinglés au panneau de liège, puis disséquez le muscle temporal pour révéler le crâne.
12. Placez une perfusion saline par gravité au-dessus du site ouvert (débit d’environ 2 ml/min) et installez un système d’aspirateur pour enlever les débris osseux et éliminer les saignements mineurs du site exposé tout au long de cette phase de la chirurgie.
    1. Placez la buse de distribution de solution saline au point le plus haut du crâne près de l’oreille et la buse de l’aspirateur au point le plus bas. Ajustez la roue pendant les saignements pour fournir plus de solution saline à la zone afin de mieux visualiser la source de tout saignement pour la cautérisation du vaisseau, réduisant ainsi le temps pendant lequel les animaux sont sous anesthésie.
13. Effectuez une craniotomie sur la région exposée (environ 5 mm x 5 mm) à l’aide d’une perceuse dentaire avec une fraise grossière revêtue de diamant de 1,6 mm à environ 8 000 tr/min, en veillant à l’application d’une pression circulaire et latérale et non d’une pression vers le bas pendant le forage de la zone exposée. Une fois que l’os est suffisamment mince pour paraître complètement transparent, retirez-le à l’aide d’une pince.
14. Utilisez un crochet dural fait maison, fabriqué en pliant une pointe de pince fine à environ 180 ° pour former un arc, pour ouvrir soigneusement la dure-mère, en faisant attention d’éviter les gros vaisseaux sanguins de surface, car ils sont délicats et faciles à rompre.
    REMARQUE : La zone exposée du cerveau révélera l’artère cérébrale moyenne (ACM) ; le segment souhaité mesure environ 2 mm de long (voir Figure 1).
15. Coagulez le MCA à partir de l’endroit où la veine cérébrale inférieure se croise, jusqu’au point de bifurcation de l’artère, puis le long des branches caudales du MCA à l’aide d’une paire de pinces de diathermie jusqu’à ce qu’il soit complètement occlus. Utilisez une pince à diathermie Jeweler coudée avec des pointes pointues de 0,25 mm.
    1. Lors de l’occlusion de l’artère, modifiez le flux salin si nécessaire pour garder cette zone fraîche, empêchant ainsi les pinces de coagulation d’adhérer au vaisseau sanguin. Lorsqu’il est occlus, le vaisseau sanguin apparaît noir et aucun signe de circulation sanguine ne doit être présent ; Le flux sanguin peut être observé dans les vaisseaux partiellement occlus.
    2. Coupez le MCA à ce stade pour confirmer l’occlusion complète. À l’aide de ciseaux microvasculaires, coupez en dessous de l’endroit où la veine cérébrale inférieure traverse l’ACM.
    3. Couvrez la zone exposée avec un tampon de gaze imbibé de solution saline avant de passer à l’étape suivante.
16. Retournez le rat en position couchée et rouvrez la suture lâchement attachée sur le cou pour réexposer les artères carotides. Lister l’artère carotide du même côté que le MCA occlus (à droite) de façon permanente en faisant un nœud dans la suture de soie autour de la carotide, tandis que l’artère carotide gauche est occluse transitoirement à l’aide d’un clip d’artère en acier inoxydable de 13 mm avec une pression de 125 g pendant 60 min. Suturez sans serrer l’incision dans le cou pendant ce temps et placez une gaze stérile imbibée de solution saline sur le dessus pour éviter la déshydratation.
    1. Notez que le côté droit de l'animal sera du côté gauche du chirurgien, compte tenu du positionnement en décubitus dorsal.

Résultats

Graphique 1. Configuration chirurgicale du modèle d’occlusion distale permanente de l’artère cérébrale moyenne. L’équipement utilisé dans la configuration de la craniotomie chez le rat est montré pour l’hémisphère droit, et l’insertion, le positionnement de l’aspirateur et l’écoulement d’une solution saline autour du site de la craniectomie. Les principales caractéristiques du système vasculaire son...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Carprofène	Norbrook	N° VM : 02000/4229	Give 0,25 mg/kg
Sulfate d’atropine	AmTech	RXATRINJ-100
Tampons d’alcool	UHS	20021
Crème à la lidocaïne (Emla)	AstraZeneca	12901	Appliquez une goutte de la taille d’un pois sur le cou rasé et les régions temporales
Système de couverture homéothermique	Harvard Instruments	507222F
Forceps	Outils scientifiques fins	11019-12
Isoflurane	Abbott	B506
Sutures en soie	Appareil de Harvard	723288
Système de cautérisation	Eschmann
0.25 mm Pince à caurter de bijoutier	Eschmann	8330349
pince Dumont fine	Outils scientifiques fins	11251-10
Système de goutte à goutte salin piloté par le pouce
Système d’aspiration Vacusafe	INTEGRA BIOSCIENCES	158320
16 mm grossièrement diamantée Meules d’acier		K801 104 016
Foret dentaire portable	NSK	NSKVMAXVRE (Pièce à main NSKEX6B)
Ciseaux à ressort Vannas	Outils de science fine	15000-03
Ciseaux microvasculaires	World Precision Instruments	501790
4-0 Sutures en vicryle	Ethicon
Clip vasculaire et applicateur
Microscope opératoire	Zeiss
Système d’anesthésie compact isoflurane K/F monogaz	VetTech Solutions
Lames de scalpel en acier au carbone n° 10	Swann-Morton	201
Aiguilles de 25g	Terumo	NN-2525R
Seringues (1 ml et 5 ml)	Terumo	SS+01T1 / SS*05SE1
Solution saline (chlorure de sodium 0,9 %)	Fresenius Kabi	Pl 08828/0178
Cotons-tiges	Johnson et Johnson	5.00021E+12	stériliser avant utilisation
Gaze			stériliser avant utilisation