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1. Mesure par cytométrie en flux des sous-unités complexes MRC (chaîne respiratoire mitochondriale) et du TFAM (facteur de transcription mitochondrial A) dans les cellules fixes
- À la fin de la période de culture, détachez les cellules (~106) en ajoutant le réactif de dissociation cellulaire, puis granulez et recueillez les cellules dans un tube de 15 mL. Laver les cellules par centrifugation avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) (1x) deux fois par centrifugation à 300 × g pendant 5 min.
- Fixer les cellules dans du paraformaldéhyde à 1,6 % (PFA) (1 mL de PFA à 1,6 % dans un tube de 15 mL) à température ambiante (RT) pendant 10 min. Laver les cellules par centrifugation avec du PBS (1x) deux fois en centrifugeant à 300 × g pendant 5 min.
- Perméabiliser les cellules avec du méthanol glacé à 90 % (1 mL de méthanol à 90 % dans un tube de 15 mL) à -20 °C pendant 20 min.
- Bloquer les échantillons dans un tampon bloquant contenant 0,3 M de glycine, 5 % de sérum de chèvre et 1 % d’albumine sérique bovine (BSA) - fraction V dans du PBS (1x) (1 mL de tampon bloquant dans un tube de 15 mL). Laver les cellules par centrifugation avec du PBS (1x) deux fois.
- Incuber les cellules avec les anticorps primaires suivants pendant 30 minutes : anti-NDUFB10 (1:1 000) pour la mesure de la sous-unité du complexe I, sous-unité A du complexe anti-succinate déshydrogénase flavoprotéine (SDHA, 1:1 000) pour la mesure de la sous-unité du complexe II et anti-COX IV (1:1 000) pour la mesure de la sous-unité du complexe IV, et anticorps anti-TFAM (facteur de transcription mitochondrial A) conjugué à Alexa Fluor 488 (1:400). Colorer le même nombre de cellules séparément avec l’anticorps anti-TOMM20 (translocase de la membrane mitochondriale externe 20) conjugué à Alexa Fluor 488 (1:400) pendant 30 min (1 mL de solution d’anticorps primaire dans un tube de 15 mL ; voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur les anticorps).
- Laver les cellules avec du PBS (1x) une fois avec centrifugation à 300 × g pendant 5 min. Ajouter l’anticorps secondaire (1:400) dans des tubes de NDUFB10, de SDHA et de COX IV et incuber les cellules avec ces solutions pendant 30 min.
- Laver une fois les cellules avec du PBS (1x) par centrifugation à 300 × g pendant 5 min. Aspirer les surnageants en laissant environ 100 μL dans les tubes. Remettre en suspension les pastilles cellulaires dans 300 μL de PBS (1x). Transférez les cellules dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 mL conservés dans l’obscurité sur de la glace.
- Analysez les cellules sur le cytomètre en flux (avec une configuration laser 3 bleu et 1 laser). Détectez les signaux dans le filtre 1 (FL1) à l’aide d’un filtre passe-bande 530/30.