Technique d’ablation guidée par stéréotaxie pour l’ablation du cortex auditif chez le rat

Abstract

Source : Lamas, V., et al. Ablation stéréotaxique du cortex auditif du rat et localisation de la lésion dans le cerveau. J. Vis. Exp. (2017).

Cette vidéo montre une intervention chirurgicale guidée par stéréotaxie pour l’ablation du cortex auditif chez un rat. Les étapes comprennent l’identification de repères anatomiques chez un rat anesthésié fixé dans un cadre stéréotaxique, la création d’une fenêtre sur le crâne au-dessus du cortex auditif, l’aspiration des couches corticales et la fourniture de soins postopératoires pour évaluer l’impact de l’ablation sur le traitement du son.

Protocol

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation du rat

NOTE : Nous avons effectué les expériences sur des rats mâles pour éviter tout changement hormonal.

1. Anesthésier l’animal à l’aide d’un mélange de chlorhydrate de kétamine (30 mg/kg) et de chlorhydrate de xylazine (5 mg/kg) injecté par voie intramusculaire ; Avec cette dose, le rat doit être profondément anesthésié pendant environ 1 h.
2. Pincez l'orteil du rat ; L’absence de réflexe de retrait indique que l’animal est complètement inconscient. Si le rat réagit au pincement, administrez une anesthésie supplémentaire au tiers de la dose initiale.
3. Rasez le cuir chevelu et désinfectez la zone chirurgicale avec de la povidone iodée.
4. Placez l'animal sur un coussin chauffant pour maintenir une température de 38 °C et stabilisez la tête de l'animal dans un cadre stéréotaxique à l'aide de deux barres d'oreille et d'une barre de morsure. Soyez prudent pour éviter de percer la membrane tympanique avec les barres d’oreille.
5. Protégez les yeux en appliquant une goutte de gel ophtalmique ou de sérum salin sur chaque œil.

2. Localisation du CA dans l’os temporal du rat

1. À l’aide d’un scalpel, faites une incision le long de la ligne médiane pour exposer le crâne et rétracter le périoste recouvrant la surface du crâne.
2. À l’aide d’un coton-tige stérile, retirez délicatement tout sang recouvrant la surface du crâne afin de visualiser bregma, lambda et interaural 0 selon l’atlas de Paxinos et Watson du cerveau du rat.
3. Faites une incision dans le muscle temporal près de son insertion dorsale sur le crâne avec un scalpel. Tirez le muscle à l’aide d’une aiguille et d’un matériau de suture et fixez le matériau de suture au cadre stéréotaxique ; Cela exposera l’os temporal. En cas de saignement, rincer avec une solution saline stérile et froide.
4. Placez une aiguille droite stérile dans le micromanipulateur stéréotaxique, en vous assurant qu’elle est bien fixée.
5. Abaissez lentement l’aiguille jusqu’à ce qu’elle soit juste au-dessus de la surface du crâne, de sorte que la pointe de l’aiguille soit réglée sur 0 interaural. Définissez ce point sur zéro et déterminez les coordonnées à partir de ce point.
6. En fonction de la zone cérébrale d’intérêt, variez les coordonnées stéréotaxiques. Déterminez ces coordonnées à l’aide de l’atlas de Paxinos et Watson du cerveau du rat. Une fois les coordonnées déterminées, déplacez l’aiguille pour qu’elle corresponde à ces coordonnées.
7. Ciblez le CA à l’aide des coordonnées des quatre points suivants : A : antéropostérieur (A/P) = -5,8 mm, médiolatéral (M/L) = +/- 6,4 mm ; B : A/P = -2,7 mm, M/L = +/- 6,4 mm ; C : A/P = -2,7 mm, M/L = +/- 8,67 mm ; D : A/P = -5,8 mm, M/L = +/- 8,67 mm. Abaissez l’aiguille juste au-dessus de l’os temporal pour visualiser chacun de ces quatre points. À l’aide d’un marqueur, marquez les points sur l’os temporal et reliez-les afin de dessiner un rectangle ; le rectangle servira de guide pour l’ouverture d’une fenêtre dans l’os (Figure 1).

3. Exposition chirurgicale de l’AC

1. Ouvrez la fenêtre à l’aide d’une perceuse électrique et d’un petit foret (0,6 mm Ø). Percez le périmètre du rectangle à 8 000 tr/min jusqu’à ce que l’os cède. Refroidissez la surface de forage en la rinçant avec une solution saline stérile à froid pour éviter d’endommager les structures sous-corticales. Lorsque l’os cède, une baisse de résistance peut être détectée. Attention à ne pas percer le cerveau.
2. Lorsque les bords sont lâches, tirez l’os de couverture avec une pince fine et rangez-le dans une solution saline froide et stérile.

4. Ablation de l’AC

1. À l’aide d’un microscope chirurgical (10X), coupez délicatement les méninges à l’aide d’un couteau microchirurgical et retirez-les à l’aide de deux pinces à pointe fine. En cas de saignement, rincer avec une solution saline stérile et froide.
2. Aspirer doucement l’AC à l’aide d’un dispositif d’aspiration chirurgicale (pression -0,24 bar) couplé à une aiguille stérile à pointe émoussée de 20 G. Ce point est critique et doit être effectué avec beaucoup de prudence : aspirez uniquement les six couches corticales et non la substance blanche sous-jacente.
3. Aspirez jusqu’à ce que les artères perforantes cessent de saigner.
4. Lorsque l’aspiration est terminée, couvrez la zone blessée avec l’os extrait et appliquez une gaze hémostatique résorbable.
5. Laissez le muscle temporal retrouver sa position d’origine, puis suturez la peau à l’aide de pinces à plaie (9 mm). Appliquez une pommade antibiotique. Continuez à appliquer la pommade sur la plaie deux fois par jour pendant trois jours.
   REMARQUE : Chaque application consiste en une fine couche appliquée sur la plaie.
6. Injecter la buprénorphine par voie sous-cutanée dans le dos du rat (0,05 mg/kg) comme analgésique 1 h après l’opération, puis toutes les 8 h pendant 72 h.
7. Gardez l’animal sur le coussin chauffant jusqu’à ce qu’il se réveille et retournez-le dans sa cage d’hébergement pour récupérer.

Results

Figure 1 : Images de l’os temporal du rat à trois étapes chirurgicales différentes. (A) Transfert des coordonnées stéréotaxiques du CA à l’os temporal. Les coordonnées des quatre points sont : A : A/P= -5,8 mm, M/L= +/- 6,4 mm ; B : A/P = -2,7 mm, M/L = +/- 6,4 mm ; C : A/P = -2,7 mm, M/L = +/- 8,67 mm ; D : A/P= -5,8 mm, M/L= +/- 8,67 mm. (B) Les coordonnées sont u...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Cadre stéréotaxique	David Kopf ins.	900
Microscope chirurgical	WILD M650 Heerbrugg
Coussin chauffant	DAGA
Micromoteur dentaire	W&H elco	Référence 5118
Meule de diamant	B Braun	GD021R	0,6 millimètre
Dispositif d’aspiration chirurgicale	Atmos	Atmoforte E2
kétamine	Merial		30 mg/kg
Xylazine	Bayer		5 mg/kg
Micromanipulateur	Narishige	SM-11
scalpel	Lawton
Povidone iodée	Meda	Bétadine
sérum salin stérile	B.Braun
Aiguille stérile 20G	Terumo Neolus
Embouts en coton
Matériau de suture	B.Braun
Pommade antibiotique	Quadriderme (Betametasona, Gentamicina, Clotrimazol) - Schering-Plough
forceps	Dimeda	10.331.12
Aiguilles chirurgicales	Instruments de précision mondiaux	Référence 501940
Buprénorphine	Indivior Royaume-Uni	Buprex	0,01 à 0,05 mg/kg
Ciseaux	Dimeda	Référence 08.120.15
Couteau microchirurgical	Msp	Référence 7503
Gaze hémostatique résorbable	Chirurgie
Pinces de plaie	Réflexe 9		9 millimètres