Induction d’un AVC thrombotique par hypoxie et ischémie dans un modèle murin

Résumé

Source : Sun, Y. Y., et al., Un modèle d’AVC thrombotique basé sur l’hypoxie-ischémie cérébrale transitoire. J. Vis. Exp. (2015).'

Cette vidéo montre la procédure de reproduction d’un AVC thrombotique dans un modèle murin en bloquant l’artère carotide commune droite et en exposant la souris à un environnement pauvre en oxygène. Ce processus réduit le flux de sang et d’oxygène vers le cerveau, provoquant la formation de caillots sanguins et des lésions cérébrales.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Mise en place

1. Préparez le lit chirurgical sur un coussin chauffant relié à une pompe à chaleur à 37 °C pendant au moins 15 minutes avant l’opération. Placez un rouleau de cou à l’aide du canon d’une seringue de 3 ml sur le lit chirurgical. Préparez le gaz d’anesthésie avec 2 % d’isoflurane dans de l’air médical.
2. Préparez des pinces autoclavées, des ciseaux, des porte-micro-aiguilles, un hémostat, des cotons-tiges et des sutures. Préparez également de la colle pour mouchoirs et de la pommade pour les yeux.
3. Installez le système d’hypoxie et les régulateurs de température à l’aide d’une lampe chauffante et d’une sonde rectale. Préparez un gaz hypoxique avec 2 % d’isoflurane dans 7,5 % de O₂ équilibré par 92,5 % de N₂.
4. Une heure avant l’opération, les souris sont analgésées par injection sous-cutanée d’un méloxicam à libération lente (4,0 mg/kg).

2. Hypoxie-ischémie cérébrale transitoire (Figure 1B)

1. Anesthésie des souris mâles C57BL/6 de 10 à 13 semaines pesant de 22 à 30 g dans la chambre d’induction de l’anesthésie avec 3 % d’isoflurane jusqu’à ce que l’animal ne réagisse plus à la compression du pied, puis retirez les poils du cou droit à l’aide d’un rasoir électronique.
2. Placez les souris sur le lit chirurgical relié à 2 % d’isoflurane dans l’air médical à un débit de 2 L/min. Fixez les membres antérieurs étirés le long du cou, roulez sur les côtés à l’aide de ruban médical.
3. Nettoyez le site chirurgical pour l’incision avec de la bétadine suivie d’alcool puis de cotons-tiges.
4. Sous un microscope à dissection, faites une incision cervicale droite de 0,5 cm à l’aide d’une pince droite et de micro-ciseaux à environ 0,2 cm latéralement de la peau médiane.
5. À l’aide d’une paire de pinces finement dentées, séparez le fascia et le tissu afin d’exposer l’artère carotide commune droite. Séparez soigneusement le RCCA du nerf vague à l’aide d’une paire de pinces fines et lisses.
6. Noeudez en direct deux sutures en soie 5-0 prédécoupées (détachables) sur le RCCA, puis cousez la peau à l’aide de sutures monofilament en nylon 4-0 (Figure 1C).
7. Appliquez une pommade pour les yeux sur les deux yeux pour prévenir la sécheresse.
8. Transférez rapidement les souris dans le système d’hypoxie et mettez leur nez et leur bouche dans un masque facial contenant 2 % d’isoflurane dans 7,5 % d’O₂ à un débit de 0,5 à 1 L/min pendant 30 min.
   1. En cas d’hypoxie, utilisez des régulateurs de température avec des lampes chauffantes pour contrôler la température rectale à 37,5 ± 0,5 °C. Surveillez la fréquence respiratoire à 80-120 respirations/min. Il est important de maintenir la température corporelle au-dessus de 37 °C pendant l’hypoxie pour créer un infarctus cérébral constant. Une faible fréquence respiratoire survient généralement après 20 minutes d’hypoxie. Retirez le masque facial et laissez une alimentation en air normale si la fréquence respiratoire descend en dessous de 40. Cela prend 1 à 2 minutes et ne compte pas dans la durée de l’hypoxie de 30 minutes

Résultats

Figure 1 : Procédure d’agression par hypoxie-ischémie cérébrale transitoire (tHI) chez des souris adultes. (A) La triade de Virchow qui propulse la thrombose comprend la stase du flux sanguin, les lésions endothéliales et l'hypercoagulabilité du sang. (B) Un schéma de la procédure de course tHI. Deux nœuds détachables ont été attachés sur l’artère carotide commune droite (ACC), suivis d’une administr...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Souris mâles adultes	Rivière Charles	C57BL/6	10~13 semaines (22~30 g)
Système d’anesthésie mobile pour animaux de laboratoire	VetEquip	901807	Anesthésie
Réservoir d’air médical (comprimé)	Airgas	UN1002	Anesthésie
Isoflurane	Piramal Healthcare	NDC 66794-013-25	Anesthésie
Système d’anesthésie animale de laboratoire multi-stations	Surgivet	V703501	Système d’hypoxie
7,5 % d’O2 équilibré par 92,5 % de réservoir N2	Airgas	ONU 1956	Système d’hypoxie
Régulateur de température avec lampe chauffante	Cole Parmer	EW-89000-10	Régulateurs de température
Sonde rectale	Cole Parmer	NCI-00141PG	Régulateurs de température
Microscope de dissection	Olympe	SZ40	Configuration chirurgicale
Pompe à chaleur avec coussin chauffant	Gaymar	TP700	Configuration chirurgicale
Pince fine incurvée (dentelée)	FST	11370-31	Instrument chirurgical
Pince fine incurvée (lisse)	FST	11373-12	Instrument chirurgical
micro ciseaux	FST	15000-03	Instrument chirurgical
porte-micro-aiguilles	FST	12060-01	Instrument chirurgical
Hémostats de Halsted-Mosquito	FST	13008-12	Instrument chirurgical
5-0 Suture en soie	Appareil de Harvard	624143	Fournitures chirurgicales
4-0 Suture monofilament en nylon	REGARDEZ	766B	Fournitures chirurgicales
Colle à tissu	Laboratoires Abbott	NC9855218	Fournitures chirurgicales
Pommade Puralube Vet	Pêcheur	NC0138063	Prévention de la sécheresse oculaire