Induction d’une lésion cérébrale traumatique dans un modèle de rat à l’aide d’un dispositif de percussion à fluide latéral

Résumé

Source : McGuire, M. J., et al. Utilisation d’un système vidéo-EEG sans fil pour surveiller les décharges épileptiformes à la suite d’une lésion cérébrale traumatique induite par la percussion latérale d’un fluide. J. Vis. Exp. (2019)

Cette vidéo montre l’induction d’un traumatisme crânien chez un rat à l’aide d’un dispositif de lésion à percussion fluide latérale (FPI). La procédure consiste à créer un trou dans le crâne d’un rat anesthésié pour exposer la dure-mère, sur laquelle une canule est fixée. Le rat est ensuite connecté à l’appareil, qui génère une onde de pression qui atteint le cerveau, imitant les traumatismes crâniens en provoquant la mort des cellules neurales et des lésions vasculaires

Protocole

1. Blessure par percussion fluide

1. Portez une blouse de laboratoire ou une blouse chirurgicale, un masque chirurgical, des gants chirurgicaux et un couvre-chef et stérilisez tous les outils et matériaux qui entrent en contact avec le site chirurgical.
2. Anesthésier un rat Wistar mâle de 10 à 12 semaines (350 à 400 g) avec 3 % d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène dans une chambre d’induction de taille appropriée pour les rats. Retirez le rat de la chambre d’induction et déplacez-le vers la zone de préparation une fois qu’il est inconscient. Mettez la pommade ophtalmique stérile dans les deux yeux.
3. Rasez les cheveux sur la tête du rat avec une tondeuse électrique avec une lame #40 juste au-dessus des yeux jusqu'à la base caudale des oreilles pour produire suffisamment de champ opératoire. Retirez tous les cheveux lâches et coupés du site.
4. Nettoyez le site chirurgical en appliquant un gommage à la chlorohexidine à 2 % sur le cuir chevelu rasé, suivi d’éthanol à 70 %. Commencez par le centre et déplacez-vous vers l’extérieur en cercles concentriques en vous éloignant du site d’incision. Répétez ce processus 3 fois. Appliquez la solution de bétadine sur le site de la même manière et laissez-la sécher.
5. Placez le rat anesthésié dans le cadre stéréotaxique et maintenez l’anesthésie à 2-3 % d’isoflurane-1 L/min d’oxygène via le cône nasal. Vérifiez la perte du réflexe de retrait des membres postérieurs et la perte du réflexe palpébral pour vous assurer que le rat est dans un plan chirurgical d’anesthésie.
6. Surveillez la fréquence respiratoire, la fréquence cardiaque, la température corporelle et la saturation en oxygène tout au long de la chirurgie. Maintenez la fréquence cardiaque entre 300 et 400 bpm et la SpO₂ au-dessus de 90 %.
   REMARQUE : Un oxymètre de pouls fixé à un pied arrière peut être utilisé pour fournir la lecture constante de la fréquence cardiaque et de la SpO₂. Une fréquence cardiaque supérieure à 400 bpm indique que le rat n’est pas suffisamment anesthésié. Un coussin chauffant autorégulateur, couplé à un thermomètre rectal, réglé à 37 °C, peut être positionné sous le rat tout au long de l’intervention afin de maintenir la température corporelle. Un stéréomicroscope avec une source lumineuse en combinaison avec une lampe à fibre optique est utile pour visualiser la procédure.
7. Utilisez une aiguille de 23 g pour injecter du chlorhydrate de bupivacaïne à 0,5 % par voie intradermique dans le cuir chevelu au site d’incision pour l’analgésie locale 10 à 15 minutes avant de faire une incision.
8. Faites une incision médiane de 1,5 à 2,5 cm à travers la peau et les muscles du cuir chevelu à l’aide d’une lame de scalpel #10. Rétractez la peau et le muscle pour exposer le crâne et fournir un champ opératoire dégagé. Réfléchissez le fascia sous-jacent et le tissu adipeux loin de l’os avec des cotons-tiges stériles.
   REMARQUE : Une unité de cautérisation électrique est utile pour réaliser une hémostase rapide.
9. Rasez la crête latérale de l’os pariétal gauche à l’aide d’une curette chirurgicale pour produire une surface lisse et plane afin que la base du moyeu Luer lock, femelle-femelle, puisse reposer au ras du crâne.
10. Irriguer la surface du crâne et les tissus environnants avec une solution de gentamicine à 2,0 mg/mL dans une solution saline stérile. Épongez l’excès de solution avec un écouvillon stérile.
11. Appliquez du peroxyde d’hydrogène à 3 % sur le crâne pour assécher l’os.
    REMARQUE : Si l’os n’est pas suffisamment sec, le ciment dentaire n’adhérera pas correctement et ne formera pas un joint solide.
12. Créez un site de craniectomie de 5 mm de diamètre à travers l’os pariétal gauche.
    REMARQUE : Un mors de trépan placé dans une perceuse électrique attachée au cadre stéréotaxique peut être utile pour initier la craniectomie. À l’aide d’une perceuse à main munie d’un trépan de 5 mm de diamètre, terminez lentement la craniectomie à travers l’os restant. Lorsque vous êtes sur le point de terminer la craniectomie, tournez la tréphine en sens inverse pour éviter la rupture de la dure-mère sous-jacente. Il y aura un amincissement du crâne autour du périmètre du disque et le rabat du crâne se sentira lâche lorsqu’il sera légèrement pressé.
13. Retirez le lambeau osseux à l’aide de la curette chirurgicale et d’une pince à tissus lisses.
    REMARQUE : Certains saignements peuvent survenir, mais l’hémostase peut être rapidement obtenue en appliquant une légère pression avec des cotons-tiges stériles.
14. À l’aide d’un stéréomicroscope et d’un éclairage, vous pourrez inspecter visuellement la dure-mère à la recherche de tout signe de rupture. Un mince rebord osseux restera autour de la circonférence du site de la craniectomie. Retirez délicatement ce bord à l’aide d’une pince à tissus lisses en prenant soin de ne pas rompre la dure-mère.
15. Tamponnez le crâne avec de l’éthanol à 70 % pour enlever toute poussière d’os et sécher le crâne.
16. Appliquez une fine couche de colle gel cyanoacrylate autour du bord inférieur du moyeu Luer lock et fixez-la au crâne au-dessus de la craniectomie sans obstruer l’ouverture. Faites attention de ne pas mettre de colle en contact avec la dure-mère. De plus, scellez le verrou Luer en place avec une fine couche de colle supplémentaire autour de la base extérieure du moyeu.
17. Préparez une boue de ciment dentaire. Appliquez le ciment sur la surface du crâne autour et sur la base du moyeu Luer lock pour le fixer en place.
18. Remplissez le moyeu Luer Lock avec une solution stérile de liquide céphalo-rachidien artificiel (LCR) sans conservateur (pH 7,4) à l’aide d’une seringue et d’une aiguille de manière à ce qu’un bolus convexe de solution saline soit visible au-dessus du haut du rebord.
    REMARQUE : La solution gardera la dure-mère humide pendant que le ciment dentaire sèche et servira d’indication de l’intégrité du joint. Si le niveau de solution baisse, c’est une indication d’une fuite dans le système et le verrou Luer doit être retiré et remplacé.
19. Une fois que le ciment dentaire est complètement durci, arrêtez l’anesthésie au gaz et retirez le rat du cadre stéréotaxique.
20. Placez le rat sur une plate-forme à côté de l’appareil FPI.
21. Le dispositif FPI est doté d’une pointe métallique incurvée qui s’étend à partir du transducteur de pression à l’extrémité du réservoir de fluide. Fixez une longueur de 12 cm de tube de pression à l’extrémité de l’embout incurvé, l’extrémité opposée se terminant par un connecteur tournant Luer lock mâle de 2 cm. Fixez le rat à l'appareil FPI en connectant l'extrémité femelle du moyeu sur le crâne du rat au connecteur mâle.
    REMARQUE : Assurez-vous que la connexion est bien fixée et que toutes les bulles d’air ont été retirées du système.
22. Placez l’animal en position couchée sternale et vérifiez à plusieurs reprises le retour du réflexe de retrait. Dès que le rat retrouve son réflexe de retrait mais qu’il est toujours sous sédation, relâchez le pendule du dispositif FPI pour provoquer une seule impulsion de pression de 20 ms et induire des blessures.
    REMARQUE : Il est important de ne pas induire la blessure pendant que l’animal est profondément anesthésié car cela a tendance à provoquer une mortalité accrue due à un œdème pulmonaire induit par des neurogènes. Tous les appareils présentent de la variabilité. Cependant, sur l’appareil utilisé pour cette expérience, un angle de 17° du marteau produit une impulsion de pression atmosphérique de 2,2 à 2,3. Les animaux fictifs non blessés subissent toutes les mêmes procédures, à l’exception de l’impulsion de fluide réelle pour induire la blessure.
23. Débranchez immédiatement le rat de l’appareil FPI après une blessure, placez-le en position couchée sternale et fournissez-lui de l’oxygène supplémentaire (1 L/min) via un cône nasal jusqu’à ce que la respiration spontanée reprenne. L’apnée est une conséquence anticipée de la blessure. Si nécessaire, fournissez des respirations manuelles périodiques à l’aide d’un masque à valve jusqu’à ce que le rat commence à respirer spontanément par lui-même.
    REMARQUE : En règle générale, l’apnée dure moins de 2 min. Une augmentation rapide transitoire de la fréquence cardiaque (>500 bpm) est observée immédiatement après l’administration de l’impulsion de pression due à une poussée de catécholamines. Cela peut être surveillé à l'aide d'un oxymètre de pouls fixé à la patte du rat et peut servir d'indicateur possible qu'une blessure grave s'est produite.
24. Surveillez le rat en permanence et notez l’heure de retour du réflexe de redressement (marche stable sur les quatre membres).
25. L’amplitude de l’impulsion de pression atmosphérique pour chaque rat doit être à ± 0,05 atmosphère l’une de l’autre. Vérifiez que chacune des impulsions de pression produit un signal régulier sur l’oscilloscope avec une amplitude et une durée constantes.
    REMARQUE : Un signal bruyant peut indiquer des bulles d’air dans le système qui doivent être éliminées avant de délivrer l’impulsion de blessure. Dans cette expérience, les impulsions de pression atmosphérique qui produisent des lésions graves sont celles qui entraînent généralement des temps de redressement des animaux de 30 à 60 minutes. Cette plage de temps de redressement est associée à un taux de mortalité d’environ 40 à 50 %.
26. Administrer 10 ml de solution saline préchauffée par voie sous-cutanée comme soin de soutien.
27. Remettez le rat dans sa cage d’origine et laissez-le récupérer pendant au moins 4 h.
    NOTE : Une augmentation de la mortalité a été observée lorsque les rats sont immédiatement remis sous anesthésie.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1,00 mm	Drill Bit City : Nouveaux outils en carbure	05M200
Ciment carboxylate 3M ESPE Durelon	3M , Neuss Allemagne	Référence 38019	Ciment dentaire
4-0 Suture	Ethicon, Sommerville, NJ	K831H	4-0 Ethicon Perma-hand Soie, 26mm 1/2c Taperpoint, 30" (75cm), Noir Tressé Suture non résorbable
Trépan de 5 mm de diamètre extérieur	Outils scientifiques fins	Référence 18004-50
Pince Dumont #6	Outils scientifiques fins	Référence 11260-20
Pince #7b Dumont	Outils scientifiques fins	Référence 11270-20
ecgAUTO	EMKA Technologies, Falls Church, Virginie
Coupleur de style filetage Luer femelle en polycarbone transparent	Instrument Cole-Palmer	SKO#45501-22	Commander le lot #214271
Perceuse électrique au pied	Grobet États-Unis, Carlstadt, NJ	Modèle C-300
GentaMax 100 (gentamicine, solution de sulfate)	Phoenix, fabriqué par Clipper Distributing Company LLC, St. Joseph, Missouri		NDC 57319-520-05
Hill's Prescription Diet a/d Canine/ Feline	Hill's Pet Nutrition, Inc., Topeka, KS
Logiciel IOX2	EMKA Technologies, Falls Church, Virginie
Isoflorane, USP	Piramal Enterprise Limited, Andhra, Inde		NDC 66794-013-25
Appareil d’anesthésie IsoTech	SurgiVet	WWV9000
Dispositif FPI latéral	AmScien	302	Pointe incurvée, avec extension de tube de pression. connectée via un connecteur à vis (Cole-Palmer ; #4550-22)
Stéréomicroscope Leica A60	Leica Biosystems, Richmond, Virginie	Réf : 10 450 488
Marcaine (0,5 %) Bupivacaïne hcl injectable usp 5 mg/mL	Hospira, Lake Forest, Illinois	CA-3627	Fiole multidoses de 50 ml ; NDC 0409-1610-50
Pinces Micro-Adson	Outils scientifiques fins	Référence 11018-12
Olsen-Hegar Porte-aiguilles avec coupe-suture	Outils scientifiques fins	Référence 12002-14
Ciment osseux PALACOS R+G avec gentamicine	Hérée,	RÉF : 5036964	Ciment osseux radio-opaque contenant 1 x 0,5 g de gentamicine
Solution de povidone iodée			Bétadine
Pommade vétérinaire Puralube	Dechra Veterinary Products, Overland Park KS		NDC 17033-211-38
Lame de scalpel (#10) et support	Integra Miltex, York, Pennsylvanie	RÉF : 4-110
Manche de scalpel - #4	Outils scientifiques fins	Référence 10004-13
Couteau Faucille	Bausch + Lomb Storz Instruments	N1705 HM	Lame incurvée de 5 mm. Poignée ronde. Longueur totale 168 mm, 6,6 pouces.
Silverstein Micro Miroir	Bausch + Lomb Storz Instruments	N1706 S8	Diamètre 3mm. Incliné à 45 degrés. Longueur totale 180 mm, 7,2 pouces
Unité de Cautère Thermique	Geiger Medical Technology, Delasco Council Bluffs, IA	N ° de modèle : 150
Le vétivex	Dechra Veterinary Products, Overland Park KS		Vétérinaire pHyLyteTM Injection pH 7.4 (injection d’électrolytes multiples, type 1, USP)
Rats Wistar IGS	Rivière Charles	Code de souche 003	12 semaines au moment de la blessure
Enrouleur Wullstein	Outils scientifiques fins	Référence 17018-11