Induction expérimentale du glaucome par obstruction de l’angle iridocornéen dans un modèle murin

Résumé

Source : Bunker, S., et al. Glaucome expérimental induit par injection oculaire de microsphères magnétiques. J. Vis. Exp. (2015)

Dans cette vidéo, un rat anesthésié subit une procédure oculaire où des billes magnétiques sont injectées dans la chambre antérieure sous un champ magnétique pour bloquer l’angle iridocornéen. Ce blocage obstrue le réseau trabéculaire, empêchant le drainage de l’humeur aqueuse et entraînant une augmentation de la pression intraoculaire, endommageant les cellules ganglionnaires rétiniennes et le nerf optique. Cela développe une affection semblable à celle du glaucome.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Induction de l’hypertension oculaire

1. Induire un glaucome expérimental en augmentant la pression intraoculaire (PIO) par injection unilatérale de microsphères paramagnétiques dans la chambre antérieure de rats bruns surmulots. D’autres rats pigmentés peuvent convenir, bien que l’utilisateur doive d’abord les valider.
2. Hébergez des rats surmulots bruns femelles de 250 à 300 g dans un environnement constamment peu éclairé (40 à 60 lux) pour minimiser les fluctuations diurnes de la PIO, avec accès à la nourriture et à l’eau.
3. Prendre des mesures de base de la PIO chez des animaux éveillés8 avant l’anesthésie et l’injection de billes, à l’aide d’un tonomètre à rebond calibré pour une utilisation dans l’œil du rat9. La PIO est considérée comme la moyenne de cinq lectures.
4. Anesthésier les rats avec 37,5 mg/kg de kétamine et 0,25 mg/kg de chlorhydrate de médétomidine administrés par voie intrapéritonéale. Confirmez la profondeur de l'anesthésie en testant les réflexes arrière du pied de l'animal avant l'application de povidone iodée (voir l'étape 1.5) et l'injection de billes (voir l'étape 1.8). Administrer du chlorhydrate de proparacaïne à 0,5 % pour l’analgésie.
   REMARQUE : Ne dilate la pupille à aucun moment. Cela aidera les billes à mieux s’installer dans l’angle iridocornéen et à éviter de se lier au cristallin. Appliquez une pommade oculaire pour prévenir le dessèchement de la cornée sur l’œil controlatéral non opéré.
5. Lavez l’œil opératoire avec de la povidone iodée à 5 % dans de l’eau 5 minutes avant l’injection.
6. Après 5 min, évacuez la povidone iodée à l’aide d’une gaze stérile et lavez l’œil avec une solution saline stérile à 0,9 %. Gardez l’œil humide pendant l’anesthésie avec l’application régulière d’une solution saline stérile.
7. Placez un aimant toroïdal autour de l’œil.
8. Injecter 25 μl d'une solution contenant 30 mg/ml de microsphères magnétiques stérilisées par irradiation gamma de 8 μm dans une solution saline équilibrée de Hank (HBSS) dans la chambre antérieure à l'aide d'une aiguille biseautée de 33 G.
   1. Pour préparer les billes, laver en les remettant en suspension, puis en centrifugeant 3 fois à 10 000 x g pendant 5 min avec 1 ml de HBSS avant de préparer la solution finale à 30 mg/ml. Maintenir des conditions stériles tout au long de la cuisson.
   2. Pour l’injection, veillez à ne pas insérer l’aiguille dans l’iris, afin de minimiser le risque de traumatisme de l’iris. Cela peut être évité en orientant l’aiguille tangentielle à la surface cornéenne, aussi parallèlement que possible à l’iris. Cela aidera également à minimiser la perte de billes du site d’injection.
      REMARQUE : Injectez les billes à un rythme rapide pour assurer une distribution uniforme autour de l’angle iridocornéen, ce qui est essentiel pour augmenter la PIO. De plus, stockez les billes, les aiguilles et les anneaux magnétiques séparément afin que les perles ne forment pas de grappes, ce qui les rend difficiles à charger dans la seringue et à injecter, et que l’aiguille ne devienne pas magnétisée.
9. Laissez l’aiguille en place pendant 1 minute après l’injection pour vous assurer que les billes se déposent dans l’angle iridocornéen pour empêcher le drainage aqueux du réseau trabéculaire. Inclinez légèrement l’aiguille après que les billes se sont initialement déposées pour permettre une certaine fuite d’aqueux, afin de minimiser les augmentations transitoires de la PIO. À la fin de l’opération, rincez l’aiguille avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), puis de l’éthanol à 70 %, puis de l’eau distillée, pour assurer une utilisation continue de l’aiguille dans des procédures distinctes. Alternativement, on peut utiliser des aiguilles jetables si la bonne combinaison de calibre et de seringue est disponible. Facultatif : les aiguilles peuvent être affûtées à l’aide d’un biseauteur pour prolonger leur utilisation.
10. À ce stade, si nécessaire, retirez l’aimant et utilisez-le pour dessiner des perles dans les zones de couverture incomplète.
11. Laissez l’aimant en place autour de l’œil pendant 10 minutes supplémentaires après l’injection pour vous assurer que les billes s’installent bien dans l’angle iridocornéen.
12. Anesthésie inverse à l’aide de 0,25 mg/kg de chlorhydrate d’atipémézole.
13. Administrez du chloramphénicol ou une autre pommade antibiotique, par exemple, de la gentamycine ou de la terramycine par voie topique pour prévenir l’infection, et du chlorhydrate de proparacaïne à 0,5 % pour l’analgésie. Laissez les animaux récupérer sur un tapis chauffant jusqu’à ce qu’ils retrouvent leur mouvement, puis transférez-les dans une boîte chaude et fournissez-leur une nutrition supplémentaire, comme un complément alimentaire ou un régime régulier humidifié, jusqu’à ce que la récupération soit complète. Une analgésie systémique ou locale doit être administrée aux animaux présentant des signes de douleur 24 heures après l’intervention. Si ces symptômes persistent malgré le traitement, les animaux doivent être abattus sans cruauté.
14. Utilisez l’œil controlatéral comme contrôle non opéré.
15. Prenez des mesures de PIO tous les 2-3 jours après l’administration de la bille et tous les 2-3 jours par la suite à l’aide d’un tonomètre à rebond calibré pour une utilisation dans l’œil du rat.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
250-300g de rats bruns surproducteurs femelles	Harlan Royaume-Uni	203
Tonomètre à rebond Tonolab	Tiolat	TV02
Ketaset (kétamine)	Santé animale de Fort Dodge	BN1000118	37,5 mg/kg
Domitor (chlorhydrate de médétomidine)	Orion Pharma	140-999	0,25 mg/kg
Povidone iodée	Ecolab	BN4369LE10	5 % en H2O
Solution saline de Minim	Bausch et Lomb	PL00033/5017
Aimant toroïdal	Supermagnete	R-10-07-03-N
Microsphères magnétiques	Laboratoires Bangs	UMC4N/9692
HBSS	Invitrogen	14025
Aiguille biseautée de calibre 33	Hamilton	7747-01	Aiguille personnalisée
Seringue à embout Luer	Hamilton	80601
Antisedan (chlorhydrate d’atipemezole )	Orion Pharma	141-003	0,25 mg/kg
Pommade au chloramphénicol	Medicom	18956-0005