Génération d’une lésion cérébrale traumatique légère à tête fermée dans un modèle murin

Résumé

Source : Logsdon, A. F., et al. Modèle d’onde de souffle de faible intensité pour l’évaluation préclinique des lésions cérébrales traumatiques légères à tête fermée chez les rongeurs. J. Vis. Exp. (2020)

Cette vidéo démontre l’induction d’une lésion cérébrale traumatique légère à tête fermée dans un modèle murin à l’aide d’une configuration de tube de choc à gaz sous pression. L’onde de pression générée rompt la membrane de polyester, délivrant une onde de choc à la tête de la souris qui entraîne un mouvement cérébral rapide à l’intérieur du crâne, provoquant une lésion cérébrale traumatique légère.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le conseil d’examen vétérinaire JoVE.

1. Préparation du dispositif expérimental et induction d’un traumatisme craniocérébral léger chez les rongeurs

NOTE : Transférer les rongeurs dans la zone d’attente 30 min à 1 h avant le début des expériences de traumatisme craniocérébral (TCC) pour s’acclimater. Choisissez une zone d’attente qui est peu affectée par le bruit de la procédure.

1. Préparez tout le matériel nécessaire à l’expérience et vérifiez que la configuration est correctement installée (par exemple , ajustez les paramètres en fonction de l’objectif de l’étude) (~5 – 10 minutes).
   REMARQUE : La gravité des blessures peut être ajustée en sélectionnant l’épaisseur de la membrane en polyester. D’après nos études, une épaisseur de membrane de 25,4 à 102 μm est utilisée pour les traumatismes crâniens légers à modérés chez la souris. Nous avons déjà utilisé des membranes d’une épaisseur de 76,2 à 127 μm pour produire des traumatismes crâniens légers à modérés chez les rats.
   1. Coupez soigneusement la membrane en polyester, insérez-la entre les sections entraînée et haut-parle, et fixez-la en serrant les boulons de connexion.
   2. Connectez le réservoir de gaz au tube d’amortisseur à l’aide de raccords à dégagement rapide. Assurez-vous que la membrane est bien fixée entre les sections d’entraînement et d’entraînement.
   3. Placez trois capteurs de pression à la sortie du tube de choc, à 120° de distance, pour surveiller les propriétés de l’onde de choc pendant l’induction du TCC.
   4. Assurez-vous que la distance par rapport à l’extrémité de l’appareil à tube de choc est correcte pour chaque sujet respectif à l’aide du micromètre installé. Maintenir constante la position de la tête du rongeur (c’est-à-dire , position, distance) constante dans les études pour permettre une évaluation cohérente des blessures.
      REMARQUE : Différents types de blessures peuvent être provoqués en sélectionnant la direction dans laquelle l’onde de choc frappe la tête. Pour la procédure visant à induire un traumatisme crânien léger à modéré décrit ici, le corps est placé perpendiculairement au tube de choc où l’onde de choc frappe le côté de la tête. Dans ce contexte, la tête est autorisée à se déplacer librement et est donc exposée à l’onde de choc et aux forces de rotation rapides permettant la génération d’effets de coup et de contre-coup.
   5. Lancez l’enregistrement à partir des capteurs de pression à l’aide de l’interface utilisateur graphique (GUI) du logiciel.

2. Anesthésie et positionnement des rongeurs dans l’installation

1. Transférer les rongeurs de la salle d’attente et induire l’anesthésie avec 4 % d’isoflurane dans l’oxygène et maintenir avec 2 % d’isoflurane dans l’oxygène pour réduire la détresse et la douleur.
   REMARQUE : Assurez-vous que l’animal ne répond pas au pincement des orteils ou de la queue avant de continuer. Assurez-vous que l’induction de l’anesthésie est cohérente pour tous les animaux de laboratoire, y compris les témoins fictifs. Cette procédure nécessite une anesthésie de faible intensité et de courte durée.
2. Placez le rongeur entièrement anesthésié dans le bouclier de tuyau en polychlorure de vinyle (PVC) avec rembourrage pour protéger les organes périphériques de l’onde de choc.
   REMARQUE : Les sujets témoins sont anesthésiés et placés à proximité de l’installation, mais ne sont pas directement soumis à l’onde de choc. Assurez-vous que les commandes sont soumises au bruit généré par le tube d’amortisseur.
3. Placez la tête du rongeur dans la zone de placement de la tête et soutenez-la par le bas, soit par un support intégré directement dans l’appareil de protection, soit par un tampon de gaze. Déterminez l’alignement de la tête en fonction de l’anatomie de chaque rongeur, avec le condyle occipital aligné avec le bord du bouclier protecteur.
   REMARQUE : Évitez de diriger l’onde de pression directement vers le tronc cérébral pour réduire la mortalité. Les lésions du centre respiratoire du tronc cérébral et de la moelle épinière cervicale sont connues pour contribuer à des anomalies respiratoires et même à la mort chez les rongeurs modèles de TCC.

3. Exposition des rongeurs à l’onde de choc

1. Ouvrir rapidement la vanne principale du réservoir de gaz comprimé pour produire un pic de pression qui rompt la membrane et produit une forte explosion qui confirme la génération d’une onde de pression. La membrane sera visuellement rompue lorsqu’elle sera retirée après l’expérience.
   REMARQUE : Une caméra à haute vitesse peut être utilisée pour capturer les effets de coup et de contre-coup de l’accélération de rotation subie par le rongeur pour une analyse plus approfondie.
2. Coupez le flux de gaz immédiatement après avoir entendu l’explosion.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
3/8 SAE high pressure hydraulic hose	Eaton Aeroquip	R2-6-6-36M	Disponible chez Grainger
3/8'' Prises femelles à connexion rapide	Karcher	KAR 86410440
3/8'' Prises mâles à connexion rapide	Karcher	KAR 86410440
ANY-maze video tracking software	Stoelting Co.	ANY-maze software
membrane mylar transparente	https://www.eplastics.com/	POLYCLR0.003	http://www.eplastics.com/Plastic/Clear_Polyester_Film/POLYCLR0-003 ; La membrane mylar transparente est vendue en différentes épaisseurs. Tous sont vendus par le fournisseur indiqué ci-dessus.
Slide table compound (X2)	Grizzly Industrial	G5757
Vanne à bille de contrôle de gaz Deadman	Coneraco Inc.	71-502-01	"Apollo », disponible chez Grainger
Section dirigée (murine)	own design/production	n/a	Pour plus d’informations, veuillez contacter les auteurs
Cache-oreilles	3M	37274	Disponible auprès de Grainger
Régulateur de gaz - Hi-Flow 3500-600-580	Harris	3003539	<
AirGas	HE 300	Les bouteilles sont disponibles en différentes tailles
Système d’anesthésie par inhalation	VetEquip	901806
Input module	National Instruments	NI 9223
Isoflurane	Baxter	NDC 10019-360-40	Commandé par le vétérinaire
Minuterie de laboratoire/ stopwatch	Fisher Scientific	50-550-352
Labview version 12.0	National Instruments		Logiciel
Indicateur à cadran magnétique/micromètre	Grizzly Industrial	G9849
MATLAB	MathWorks		Logiciel pour l’analyse de l’enregistrement de la pression
Régulateur d’oxygène	Medline	HCS8725M
Dell
Tube en polychlorure de vinyle - 25.4 mm	FORMUFIT	P001FGP-WH-40x3
Capteurs de pression	PCB Piezotronics	102A05
Châssis USB du récepteur	National Instruments	DAQ-9171
Conditionneur de signal de capteur	PCB Piezotronics	482C series	<
Gridmann	GR06-WT2448
Clé allen T-Handle - 3/16''<	73310

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