Induction d’une pression intraoculaire élevée dans un modèle de rat

Résumé

Source : Lani-Louzada, R., et al., Cautérisation circulaire complète du plexus vasculaire limbique pour le glaucome induit chirurgicalement chez les rongeurs. J. Vis. Exp. (2022)

Cette vidéo montre l’induction et la surveillance de la pression intraoculaire élevée (PIO) dans un modèle de rat. Le processus consiste à cautériser les vaisseaux sanguins limbiques, ce qui entraîne une occlusion des vaisseaux et une PIO élevée. Le rat est ensuite laissé se rétablir, et la PIO est régulièrement surveillée dans les yeux expérimentaux et témoins à des fins de comparaison.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

Dans le présent travail, on a utilisé des rats Lister Hooded des deux sexes, âgés de 2-3 mois et pesant 180-320 g. Cependant, la procédure peut être adaptée à différentes souches de rats de différentes tranches d’âge.

Chirurgie de l’hypertension oculaire et suivi clinique

1. Hébergez les animaux dans un environnement à température contrôlée et avec un cycle lumière/obscurité de 12 h (6 h : lumière allumée / 18 h : lumière éteinte) avec de la nourriture standard irradiée aux rayons gamma en granulés (Nuvilab® CR-1, Quimtia S/A, Brésil) et de l’eau (triple filtre, avec charbon actif non toxique) disponible ad libitum.
2. Préparez un mélange de cocktail anesthésique composé de trois parties de chlorhydrate de kétamine à 10 % et d’une partie de chlorhydrate de xylazine à 2 % (diluant : eau stérile).
3. Retenir doucement l’animal en tenant la peau dorsale et induire l’anesthésie par l’administration intrapéritonéale de 1 μL/g de poids corporel du mélange (kétamine : 75 mg/kg ; xylazine : 5 mg/kg). Vérifiez si l’anesthésie est correcte après environ 5 minutes en effectuant une réponse de pincement des orteils.
4. Anesthésie topiquement les deux surfaces oculaires en instillant du chlorhydrate de proxymétacaïne à 0,5 % de collyre. Attendez 30 à 60 secondes et retirez la solution restante de la face antérieure du globe, en touchant doucement la conjonctive bulbaire nasale ou latérale avec un petit coton-tige stérile.
5. Mesurez la PIO de base des yeux de contrôle expérimentaux et controlatéraux en plaçant l’animal en position de décubitus ventral sur la paillasse de sorte que la surface cornéenne soit facilement accessible à la pointe du tonomètre.
6. Utilisez un tonomètre portable à applanation ou à rebond (Figure 1A). Positionnez l’extrémité du tonomètre de manière à ce qu’elle touche légèrement la zone cornéenne centrale perpendiculairement. Acquérez et faites la moyenne de 3 à 5 moyennes fiables générées par la machine. Chaque moyenne est calculée automatiquement par l’appareil après six mesures individuelles réussies.
   1. Chargez le tonomètre à rebond avec une sonde et appuyez une fois sur le bouton de mesure pour l’allumer, tout en plaçant la pointe de l’appareil vers le haut pour éviter que la sonde ne tombe. Après l’avoir allumé, l’écran affichera 00 indiquant que l’équipement est prêt à mesurer.
   2. Positionnez l’appareil avec la pointe de la sonde à 1-4 mm de la cornée et obtenez les mesures en appuyant rapidement et soigneusement sur le bouton de mesure, sans déplacer l’équipement. Chaque mesure réussie est identifiée par un bip court et après six fois, la moyenne s’affiche sur l’écran de l’appareil.
      REMARQUE : Malgré une longue expérience avec le tonomètre à aplanation, pour optimiser l’ensemble de la procédure, les auteurs recommandent l’utilisation d’un tonomètre à rebond, qui permet d’acquérir plus facilement une mesure IOP fiable.
7. Place l’animal en position de décubitus latéral léger sous un stéréomicroscope, et planifie soigneusement l’opération en inspectant l’œil expérimental à un grossissement de 40x. N’oubliez pas de maintenir l’œil de contrôle controlatéral lubrifié pendant la procédure en instillant une goutte de carmellose sodique ou d’hyaluronate de sodium.
8. À l’aide d’une pince incurvée, poussez doucement le globe oculaire expérimental vers l’avant de manière à exposer le système vasculaire qui entoure 360° du limbe. De l’autre main, cautériser doucement les vaisseaux tout autour de la cornée avec un cautère ophtalmique à basse température (1 300 °F ; Bovie Medical, États-Unis) (Figure 1B-E).
   REMARQUE : La cature mentionnée a une pointe ronde qui doit toucher le système vasculaire limbique longitudinalement.
9. Attention à ne pas cautériser la périphérie cornéenne, car cela pourrait entraîner une opacification cornéenne postopératoire, ce qui empêche l’évaluation in vivo de la fonction rétinienne.
10. Observez l’apparition de petites marques circulaires de cautérisation sur le limbe scléral, l’oblitération du système vasculaire limbique et la dilatation de la pupille dans l’œil opéré, qui sont des signes d’une intervention chirurgicale réussie.
    REMARQUE : Comme le système vasculaire limbique des rats et des souris est anatomiquement similaire et que la catérisation utilisée a une petite pointe douce, ce protocole peut également fonctionner pour l’œil de la souris sans aucune adaptation.
11. Après l’opération, vérifiez la PIO postopératoire immédiate dans les deux yeux, comme décrit à l’étape 1.5.
12. Appliquez une goutte d’acétate de prednisolone ophtalmique (1,2 mg/mL) et maintenez-la en contact avec la surface antérieure de l’œil expérimental pendant environ 40 s, puis remplacez-la par une pommade ophtalmique d’antibiotiques (chlorhydrate d’oxytétracycline 30 mg/g plus polymyxine B 10 000 U/g ; ou ciprofloxacine 3,5 mg/g). Effectuez une injection intramusculaire de chlorhydrate de tramadol (dose unique ; 2 mg/kg) pour prévenir la douleur après l’intervention.

Résultats

Figure 1 : Cautérisation thermique du plexus vasculaire limbique et conséquences sur la fonction rétinienne in vivo. (A) Méthodes alternatives pour mesurer la PIO chez le rat : tonométrie de rebond (supérieure) et tonométrie d’aplanation (inférieure). (B-E) Intervention chirurgicale; pointe de flèche : plexus vasculaire limbique...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Cautery Low Temp Fine Tip 10/bx	Bovie Medical Corporation	AA00	Basse température cautery
Cetamin	Syntec do Brasil Ltda	000200-3-000003	Chlorhydrate de kétamine 10 %
Ecofilm	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0298.0487	Carmellose sodique 0.5 %
Hyabak	União Química Farmacêutica Nacional S/A	MS-8042140002	Hyaluronate de sodium 0.15 %
Icare Tonolab	Icare Finlande Oy	TV02 (numéro de modèle)	Tonomètre
Maxiflox	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0298.0489	Ciprofloxacine 3.5 mg/g
Ster MD	União Química Farmacêutica Nacional S/A	MS-1.0497.1287	Acétate de prednisolone 0.12 %
Terolac	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0497.1286	Ketorolac trometamol 0.5 %
Terramicina	Laboratórios Pfizer Ltda	MS-1.0216.0024	Chlorhydrate d’oxytétracycline 30 mg/ g + polymyxine B 10,000 U/g
Tono-Pen XL	Reichert Technologies	230635	Tonomètre portable à aplanation numérique
	Stéréomicroscope Carl Zeiss		pour la chirurgie et la dissection rétinienne

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