Évaluation des niveaux de neurotransmetteurs excitateurs chez les rats induits par l’épilepsie chronique

Résumé

Source : Soukupová, M., et al. Microdialyse des acides aminés excitateurs lors d’enregistrements EEG chez des rats se déplaçant librement. J. Vis. Exp. (2018)

Cette vidéo montre l’évaluation des niveaux de neurotransmetteurs excitateurs extracellulaires chez des rats atteints d’épilepsie chronique. Après l’implantation d’une sonde de microdialyse dans le cerveau et la confirmation de l’absence de convulsions à l’aide de l’électroencéphalographie (EEG), du liquide extracellulaire est prélevé pour évaluer les niveaux élevés de neurotransmetteurs chez les rats épileptiques. Une solution à haute teneur en potassium est ensuite infusée pour maintenir l’excitabilité neuronale et déclencher une libération accrue de neurotransmetteurs, avec des échantillons collectés pour évaluer le pic induit par le potassium dans les neurotransmetteurs excitateurs.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

Ce protocole est spécifiquement adapté pour la détermination du glutamate et de l’aspartate dans les dialysats cérébraux de rat obtenus sous contrôle EEG de séances de microdialyse chez des rats épileptiques et non épileptiques. Bon nombre des matériaux décrits ici peuvent être facilement remplacés par ceux que l’on utilise dans son laboratoire pour les enregistrements EEG ou la microdialyse.

1. Assemblage du dispositif de sonde-électrode de microdialyse

1. Utilisez une électrode à deux canaux à 3 canaux (avec une longueur de coupe d’au moins 20 mm de l’électrode d’enregistrement et une électrode de mise à la terre de 10 cm de long) et couplez-la à une canule de guidage pour préparer le dispositif. Voir des exemples d’électrode à 3 canaux et de canule guide pour la dialyse dans Figure 1A-1B.
2. Retirez (Figure 1C) et insérez (Figure 1D) la canule de guidage métallique dans la canule en plastique factice plusieurs fois avant l’utilisation pour faciliter son retrait au moment de son commutation pour la sonde de microdialyse chez l’animal.
3. Pliez deux fois les fils torsadés de l’électrode d’enregistrement (Figure 1E-1F) pour aligner les fils avec la canule factice du guide et coupez l’extrémité de l’électrode (Figure 1G) de 0,5 mm plus longue que l’extrémité de la canule guide (Figure 1H) à l’aide du pied à coulisse numérique.
4. Préparez le diadème en silicone de 1 mm de long (D.E. 2 mm, épaisseur 0,3 mm ; Figure 1I) et insérez l’extrémité de la canule guide et l’extrémité des électrodes torsadées dans le diadème en silicium à l’aide de la pince à épiler (Figure 1J). Fixez-le sur le pied du socle de la canule de guidage avec de la colle polymère à action rapide ou de la résine (Figure 1K). Voir l’exemple des appareils terminés dans Figure 1L et Figure 2A.
5. Stérilisez l’appareil sous une lumière UV germicide pendant 4 h. Retournez l’appareil quatre fois de manière à ce que chacun de ses côtés soit exposé à la lumière pendant 1 h.
   Remarque : De nombreuses électrodes et sondes de microdialyse faites maison peuvent être assemblées de la même manière. La tête de l’implant pour rats décrit ci-dessus a les dimensions suivantes : 7 mm de largeur x 5 mm de profondeur x 10 mm de longueur du haut à l’orteil du piédestal ; L’embout de l’implant mesure environ 11 mm de long, 600 μm de diamètre et tous les appareils pèsent environ 330-360 mg. Le dispositif peut être réutilisé deux ou trois fois si (i) une longueur suffisante de l’électrode de masse est laissée sur le crâne pendant l’intervention chirurgicale pour la prochaine utilisation et (ii) lorsque l’animal est tué, et que le dispositif est récupéré avec le ciment dentaire, il est laissé dans de l’acétone pendant la nuit, de sorte que le ciment puisse être désagrégé mécaniquement, et l’appareil lavé et stérilisé à nouveau.

2. Chirurgie stéréotaxique

1. Utilisez un appareil stéréotaxique et un porte-clip de sonde (Figure 2B) pour l’implantation du dispositif conformément aux normes contemporaines pour les chirurgies aseptiques et sans douleur.
   1. Anesthésier les rats Sprague-Dawley adultes avec un mélange de kétamine/xylazine (43 mg/kg et 7 mg/kg, i.p.) et le fixer sur le cadre stéréotaxique. Ajouter l’anesthésie à l’isoflurane (1,4 % dans l’air ; 1,2 mL/min) à l’injection initiale de kétamine/xylazine car elle permet de contrôler la profondeur de l’anesthésie à temps. Rasez la fourrure sur la tête de l’animal.
2. Frottez la surface de la peau de la tête avec une solution à base d’iode suivie d’éthanol à 70 % pour la préparer à la chirurgie aseptique.
   1. Implanter le dispositif de canule-électrode guide préparé en priorité (1,1 – 1,5) dans l’hippocampe ventral droit en utilisant les coordonnées suivantes : barre nasale + 5,0 mm, A – 3,4 mm, L + 4,5 mm, P + 6,5 mm au bregma. Suivez les techniques standard pour les chirurgies stéréotaxiques.
   2. Assurez-vous qu’il ne recouvre pas les vis d’ancrage. Lors du montage sur l’appareil stéréotaxique, saisissez l’appareil pour la tête de la canule de guidage car elle peut être facilement alignée sur le support de sonde.
3. Ancrez l’appareil au crâne à l’aide d’au moins quatre vis en acier inoxydable, en les vissant dans l’os du crâne (1 vis dans la gauche et 1 vis dans les plaques osseuses frontales droites, 1 vis dans le pariétal gauche et 1 vis dans les plaques osseuses interpariétales). Ajoutez une goutte de colle à tissu pour fixer chaque vis à l’os du crâne.
   1. Couvrir la moitié des filetages avec du ciment méthacrylique. Favorisez la liaison du ciment en faisant des rainures peu profondes dans l’os pour augmenter l’adhérence.
4. Une fois que l’extrémité de l’appareil est positionnée dans le tissu cérébral, tordez le fil de l’électrode de terre autour de 3 vis d’ancrage. Couvrez toutes les vis montées et l’appareil avec le ciment dentaire.
5. Surveillez les animaux pendant l’opération et pendant environ 1 h par la suite jusqu’à ce qu’ils se tiennent debout et se déplacent dans la cage. Gardez-les sur un coussin chauffant pour éviter l’hypothermie. Laissez les rats récupérer pendant au moins 7 jours après l’implantation du dispositif.
6. Surveillez les animaux au moins une fois par jour pendant 3 jours après la chirurgie pour détecter des signes de douleur ou de détresse. Administrer aux animaux la crème antibiotique (gentamycine 0,1 %) à proximité du site incisé pour prévenir l’infection et un analgésique (tramadol 5 mg/kg, intrapéritonéale [i.p.]) pendant 3 jours pour prévenir la douleur post-chirurgicale.

3. Induction de l’épilepsie du lobe temporal par la pilocarpine et assignation des animaux à des groupes expérimentaux

1. Après une semaine de récupération post-chirurgicale, répartissez les animaux au hasard en groupes : (i) animaux témoins recevant le véhicule et (ii) animaux épileptiques recevant la pilocarpine. Utilisez un nombre proportionnellement plus élevé d’animaux pour le groupe épileptique, car tous les rats administrés à la pilocarpine ne développeront pas la maladie.
2. Injecter une dose de méthylscopolamine (1 mg/kg, sous-cutanée [s.c.]) et 30 min après, une injection unique de pilocarpine (350 mg/kg, i.p.) pour induire l’état de mal épileptique (SE). Injecter de la méthylscopolamine et le véhicule (solution saline) chez les rats témoins. Utilisez une seringue de 1 ml avec une aiguille de 25 g pour toutes les administrations de biothérapie.
   1. Vérifiez visuellement les animaux pour qu’ils commencent à avoir des crises comportementales (déplacement des vibrisses dans les 5 minutes, hochement de tête, clonage des membres) et dans les 25 minutes pour cloner en continu tout le corps (SE).
3. Arrêter l’ES 2 h après le début de l’apparition pour avoir une mortalité d’environ 25 % et une période de latence moyenne d’environ 10 jours par l’administration de diazépam (20 mg / kg, i.p.). Observez et enregistrez tout comportement convulsif commençant immédiatement après l’injection de pilocarpine et continuez pendant au moins 6 heures par la suite.
4. Administrer aux animaux une solution saline (1 mL, i.p.) à l’aide d’une seringue de 1 mL avec une aiguille de 25 G et une solution de saccharose (1 mL, per os [p.o.]) à l’aide d’une seringue de 1 mL et d’une aiguille d’alimentation flexible de 17 G pendant 2 à 3 jours après l’ES pour favoriser la récupération de la perte de poids corporel.
   1. Exclure de l’étude les animaux qui n’atteignent pas leur poids corporel initial dans la première semaine après l’ES de la pilocarpine (à l’exception du groupe en phase aiguë tuée 24 h après l’ES, où le suivi du poids corporel n’est pas possible).
5. Répartissez au hasard les animaux post-SE dans différents groupes expérimentaux (Figure 3) : phase aiguë (où la microdialyse a lieu 24 h après l’ES), latence (7 à 9 jours après l’ES), première crise spontanée (environ 11 jours après l’ES) et période chronique (commence environ 22 à 24 jours après l’ES, c’est-à-dire environ 10 jours après la première crise). Surveiller les animaux pour détecter l’apparition de crises spontanées.
   REMARQUE : Utilisez les critères d’inclusion/exclusion suivants pour d’autres expériences chez des rats épileptiques : développement d’une SE convulsive dans l’heure suivant l’administration de pilocarpine ; prise de poids dans la première semaine après l’ES et le bon positionnement de la sonde et de l’électrode de microdialyse.

4. Surveillance et analyse du comportement épileptique

1. Surveillance à long terme du comportement épileptique
   1. Environ 6 h après l’administration de la pilocarpine (c’est-à-dire , à la fin de l’observation directe par les chercheurs), placez les animaux dans les cages propres de la maison et commencez la surveillance vidéo 24 heures sur 24.
   2. Continuez la surveillance vidéo 24 heures sur 24 jusqu’au 5e jour, à l’aide d’un système de vidéosurveillance numérique.
   3. À partir du jour 5, connectez les rats dans leurs cages rectangulaires à un système d’enregistrement EEG captif et poursuivez la surveillance vidéo 24 heures sur 24.
   4. Réglez les paramètres sur l’amplificateur positionné à l’extérieur de la cage de Faraday (réglez le facteur d’amplification sur chaque canal en fonction de la spécificité du signal EEG de chaque animal) et démarrez l’acquisition de l’EEG en observant le signal EEG produit par des câbles non connectés. Utilisez une fréquence d’échantillonnage de 200 Hz et un filtre passe-bas réglé sur 0,5 Hz.
   5. Connectez l’animal à des câbles qui maintiennent la tête d’un animal entre deux doigts tendus d’une main et vissez les connecteurs au socle d’électrodes avec l’autre main libre. Lancez l’acquisition.
      ATTENTION : Assurez-vous que le signal est exempt d’artefacts. Les artefacts courants sont les pointes qui dépassent largement l’échelle.
   6. Un jour avant l’expérience de microdialyse, transférez les animaux dans le système EEG captif équipé de cylindres en plexiglas pour la microdialyse. Débranchez les animaux du système d’attache EEG dans la cage domestique en vissant les connecteurs de l’électrode sans retenir l’animal. Placez l’animal dans les hauts cylindres en plexiglas.
2. Surveillance du comportement épileptique la veille et pendant la séance de microdialyse
   1. Allumez l’amplificateur positionné à l’extérieur de la cage de Faraday. Ouvrez le logiciel EEG. Démarrez l’acquisition de l’EEG en observant le signal EEG produit par des câbles non connectés.
   2. Connectez l’animal au système d’enregistrement EEG captif, en tenant la tête d’un animal entre deux doigts tendus d’une main et en vissant les connecteurs au socle d’électrodes avec l’autre main libre. Réglez un facteur d’amplification (gain) sur chaque canal de l’amplificateur en fonction du signal d’électrode d’un seul animal afin que le signal EEG soit à l’échelle. Laissez l’animal explorer la nouvelle cage (cylindre) pendant au moins 1 h sous l’observation directe du chercheur.
   3. REMARQUE : 24 h avant l’expérience de microdialyse, les rats sont brièvement anesthésiés avec de l’isoflurane pour le passage des canules directrices à la sonde de microdialyse. Profitez du moment où ils sont anesthésiés pour les connecter au système d’enregistrement EEG.
   4. Raccourcir ou allonger le câble suspendu en fonction de la marchandise de l’animal. Assurez-vous que les câbles n’interfèrent pas avec les mouvements et la posture couchée de l’animal.
   5. Vérifiez que le cadrage de l’image des caméras vidéo est correct. Démarrez l’enregistrement vidéo-EEG.
3. Identification des crises et de l’activité EEG
   1. Utilisez un lecteur logiciel pour regarder les vidéos. Faites défiler le film 8 fois plus vite que le temps réel et individualisez les crises généralisées (voir animal à élever avec clonus des membres antérieurs ou élevage et chute des animaux avec clonus des membres antérieurs). Ralentissez la vidéo et notez l’heure précise du début et de la fin de la crise comportementale.
   2. Traiter les données en comptant le nombre de crises généralisées observées dans les enregistrements vidéo de 24 h et les exprimer en termes de fréquence et de durée des crises en tant que valeurs moyennes de toutes les crises observées en 24 h.
   3. Définir les crises EEG comme les périodes d’activité paroxystique de haute fréquence (>5 Hz) caractérisées par un incrément d’amplitude de >3 fois par rapport à la ligne de base avec progression de la fréquence de pointe qui dure pour un minimum de 3 s ou similaire. Utilisez un logiciel EEG pour traiter les enregistrements EEG bruts. Divisez les tracés EEG en fractions de 1 h. Copiez les fractions de traçage EEG dans un fichier pour l’analyse automatique des pointes du logiciel.
   4. Analysez les données d’activité EEG à l’aide d’un logiciel EEG et de paramètres prédéfinis (4.3.3.). Effectuer toutes les analyses vidéo avec deux enquêteurs indépendants qui ne connaissent pas le groupe d’animaux analysés. En cas de divergence, demandez-leur de réexaminer les données ensemble pour parvenir à un consensus.

5. Microdialyse

1. In vitro récupération de sonde
   1. Préparez la sonde pour sa première utilisation conformément aux instructions du fabricant, en la manipulant dans son manchon de protection.
   2. Exécutez l’expérience en trois exemplaires : préparez trois tubes à essai de 1,5 ml en les chargeant de 1 ml de solution de Ringer contenant le mélange d’étalons (2,5 μM de glutamate et 2,5 μM d’aspartate). Insérez trois tubes à essai de 1,5 mL chargés dans le chauffe-moteur réglé à 37 °C et placez-le sur l’agitateur.
      REMARQUE : Utilisez les mêmes solutions standard pour les étalonnages de chromatographie.
   3. Scellez les tubes à essai de 1,5 ml avec un film de paraffine et perforez-les avec une pince à épiler pointue pour faire un trou d’environ 1 mm de diamètre.
   4. Prenez la sonde et insérez-la dans le trou réalisé dans un film de paraffine. Plongez la membrane à au moins 2 mm sous le niveau de solution. Fixez ensuite la sonde sur un tube à essai de 1,5 mL à l’aide d’un film de paraffine.
      ATTENTION : Assurez-vous que l’embout ne touche pas les parois du tube à essai de 1,5 ml.
   5. Connectez l’entrée de la sonde à la seringue montée sur la pompe à perfusion à l’aide d’un tube d’éthylène-propylène fluoré (FEP) et d’adaptateurs de tube. En option, utilisez des tubes en polyéthylène à alésage fin de 0,28 mm de diamètre intérieur (ID) et de 0,61 mm de diamètre extérieur (OD) et des adaptateurs de tubes colorés (adaptateurs de tubes rouges et bleus) pour les connexions.
   6. Démarrez la pompe à 2 μL/min et laissez apparaître le liquide à l’extrémité de sortie. Connectez la sortie de la sonde au tube à essai collecteur de 0,2 ml à l’aide d’un tube FEP et d’adaptateurs de tube.
      REMARQUE : Utilisez des tubes FEP pour toutes les connexions. Coupez la longueur de tube souhaitée à l’aide d’une lame de rasoir. Utilisez des adaptateurs de tube de couleur différente pour l’entrée et la sortie de la sonde. Laissez la pompe fonctionner pendant 60 min. Vérifiez qu’il n’y a pas de fuites et de bulles d’air. Ceux-ci ne doivent pas être présents.
   7. Réglez la pompe sur un débit de 2 μL/min et commencez à prélever les échantillons du côté de la sortie du tube.
   8. Prélever trois échantillons de perfusat de 30 minutes et trois échantillons de volume égal de la solution dans le tube à essai de 1,5 mL. Prélever les échantillons de volume égal du tube à essai de 1,5 mL toutes les 30 minutes à l’aide de la microseringue immergée dans la solution étalon du tube à essai de 1,5 mL.
   9. Répéter l’expérience (5.1.1-5.1.8) en réglant la pompe à un débit de 3 μL/min (5.1.7) pour obtenir une comparaison de récupération de la sonde lors de l’utilisation de deux débits de perfusion différents.
   10. Lorsque vous avez terminé, arrêtez la pompe et rincez le tube avec de l’eau distillée, de l’éthanol à 70 % et poussez l’air à l’intérieur. Conservez la sonde dans un flacon rempli d’eau distillée propre. Rincez abondamment la sonde en la perfusant à 2 μL/min avec de l’eau distillée avant le stockage.
   11. Analyser la concentration de glutamate et d’aspartate dans les échantillons par chromatographie.
   12. Calculez le taux de récupération à l’aide de l’équation suivante :
       Taux de récupération ( %) = (C_perfusate /C_{solution dialysée}) x 100.
2. Séances de microdialyse chez des rats se déplaçant librement
   1. Procédures préparatives : insertion et test de la sonde, réglage et démarrage de la pompe à perfusion
      1. Préparez les sondes de microdialyse pour la première utilisation conformément au guide d’utilisation du fabricant et remplissez-les avec la solution de Ringer. Découpez des morceaux de tube FEP d’environ 10 cm de long et connectez-les aux canules d’entrée et de sortie de la sonde à l’aide des adaptateurs de tube de différentes couleurs.
      2. Assurez-vous que le tube touche les adaptateurs et qu’il n’y a pas d’espace mort dans toutes les connexions.
      3. 24 h avant l’expérience de microdialyse, anesthésier brièvement l’animal avec de l’isoflurane (5 % dans l’air) dans une chambre d’induction jusqu’à ce qu’il soit couché. Retirez la canule factice de son guide à l’aide de la pince à épiler et en tenant fermement la tête de l’animal. Insérez la sonde de microdialyse, dotée d’une membrane de dialyse, dans la canule guide et raffermissez davantage les canules de microdialyse insérées dans leur guide avec de la pâte à modeler.
         ATTENTION : Ne laissez pas la sonde toucher les parois du manchon de protection de la sonde lors de l’extraction.
      4. Placez l’animal dans le cylindre en plexiglas et laissez-le explorer la nouvelle ambiance. Connectez l’animal au système d’enregistrement EEG captif comme décrit ci-dessus (voir les points 4.2.2 et 4.2.3).
      5. Suivez les mouvements éveillés et libres du rat et connectez l’entrée de la sonde à la seringue de 2,5 ml avec l’aiguille 22G émoussée contenant la solution de Ringer à l’aide des adaptateurs de tube. Poussez la solution de Ringer à l’intérieur de la sonde en éjectant 1 mL de solution de Ringer en 10 s en poussant continuellement le piston de la seringue de 2,5 mL. Vérifiez la goutte de liquide apparaissant sur la sortie. La sonde est maintenant prête à l’emploi.
      6. Remplissez les seringues de 2,5 ml reliées à la tubulure FEP par des adaptateurs de tubulure avec la solution de Ringer et montez-les sur la pompe à perfusion. Démarrez la pompe à 2 μL/min. Laissez-le fonctionner toute la nuit.
         REMARQUE : Utilisez la longueur souhaitée de tous les tubes FEP, mais calculez le volume mort du tube pour savoir quand la stimulation K⁺ élevée doit être commencée et pour corréler les données de quantification avec les changements neurochimiques dans le cerveau animal. Utilisez la bulle d’air créée dans le tube sous le flux de travail pour calculer ce temps.
   2. Prélèvement d’échantillons pendant l’enregistrement EEG et la stimulation potassique
      1. Vérifier l’absence de crises dans les 3 heures précédant le début du prélèvement d’échantillons (enregistrements vidéo-EEG) et continuer à surveiller l’activité des crises pendant la microdialyse.
      2. Arrêtez la pompe transportant les seringues canulées en tube FEP remplies de la solution de Ringer. Montez sur la pompe un autre ensemble de seringues de 2,5 ml reliées à un tube FEP avec des adaptateurs de tube remplis d’une solution de Ringer modifiée contenant 100 mM de solution K⁺.
      3. Démarrez la pompe à 2 μL/min et laissez-la fonctionner. Pour un remplissage plus rapide de la tubulure, réglez la pompe à 5 μL/min pendant le temps de remplissage. Vérifiez l’absence de bulles d’air dans le système. Assurez-vous que le tube touche les adaptateurs sans espace mort dans toutes les connexions.
      4. Testez la sonde si elle est prête à être utilisée chez l’animal comme décrit ci-dessus (5.2.1.5).
      5. NOTE : Si, pour une raison quelconque, la sonde ne fonctionne pas, changez-la. Dans ces cas, gardez quelques sondes de microdialyse préparées prêtes à l’emploi près du poste de travail de microdialyse-EEG. Débranchez l’animal des câbles EEG et anesthésiez-le brièvement avec de l’isoflurane si nécessaire pour réaliser le changement.
      6. Connectez le tube FEP des seringues remplies de solution de Ringer à la canule d’entrée de la sonde chez chaque animal et attendez l’apparition de la goutte de liquide sur l’extrémité de la sortie.
      7. Connectez la sortie de la sonde au tube FEP, ce qui conduit à la collecte dans le tube à essai. Insérez le tube FEP dans le tube à essai fermé de 0,2 ml avec un capuchon perforé. Assurez-vous que le tube reste en place en le fixant avec un morceau de pâte à modeler.
      8. Continuer à faire fonctionner la pompe à 2 μL/min pendant 60 min sans prélever d’échantillons pour équilibrer le système (échantillon zéro).
      9. Prélever 5 échantillons de dialysat consécutifs de 30 minutes (volume respectif de 60 μL) dans des conditions de référence (perfusion avec une solution de Ringer normale). Conservez les échantillons sur de la glace.
      10. Calculez le temps qu’il faut au liquide pour passer de la pompe à la tête de l’animal (il dépend du volume mort du tube, c’est-à-dire du temps de bulle d’air) et changez le tube FEP qui passe des seringues contenant la solution de Ringer normale aux seringues contenant de la solution de Ringer modifiée (100 mM K⁺) à ce moment sans arrêter la pompe. Vérifiez l’absence de bulles d’air dans le système. Laissez la pompe fonctionner pendant 10 min. ATTENTION : En 10 min de stimulation élevée K⁺, les animaux ont tendance à se déplacer frénétiquement et présentent généralement un grand nombre de secousses de chien mouillé (animaux témoins et hors groupe de convulsions) ou de crises comportementales (animaux épileptiques), alors soyez prêt à intervenir pour protéger le tube et les câbles de la torsion.
      11. Après 10 min, remplacer le tube des seringues contenant 100 mM de solution de Ringer K⁺ par la solution de Ringer normale et laisser la pompe fonctionner. N’éteignez pas la pompe pendant les changements de solution afin qu’il y ait une goutte de liquide à l’extrémité du tube à connecter en ligne.
      12. À partir du moment où le dialysat contient un taux élevé de potassium, c’est-à-dire après le prélèvement du cinquième dialysat de post-équilibre, recueillir les fractions de dialysat toutes les 10 min (20 μL) pendant 1 h. Prélevez 3 échantillons de dialysat supplémentaires de 30 minutes et arrêtez la pompe. Conservez les échantillons sur de la glace.
      13. Conservez les échantillons à -80 °C après l’expérience jusqu’à l’analyse par chromatographie liquide à haute performance (HPLC).
      14. Répéter l’expérience de microdialyse pendant 3 jours consécutifs, sauf pour le groupe des crises aiguës (24 h) et des premières crises, où une seule séance de microdialyse a lieu 24 h après l’ES ou dans les 24 heures suivant la première crise spontanée (Figure 3).

Résultats

Figure 1. Préparation étape par étape du dispositif à implanter.(A) Électrode à 3 canaux avec électrode de mise à la terre de 10 cm de long dans son manchon de protection à gauche et canule de guidage pour la microdialyse à droite nécessaire...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Électrode à deux torsades à 3 canaux	Invivo1, Plastic One, Roanoke, Virginia, USA	MS333/3-B/SPC	Material
canule guide	Agn Tho’s, Lindigö, Suède	MAB 4.15.IC	Material
Résine KK2 Plastik	Elettra Sport, Lecco, Italie	KK2	Material
Super Attack gel Loctite	Henkel Italia Srl, Milan, Italie	2047420_71941	Material
Imalgene-Kétamine	Merial, Toulouse, France	221300288 (AIC)	Solution
Xylazine	Sigma, Milan, Italie	X1251	Matériel
Isoflurane-Vet	Merial, Toulouse, France	103120022 (AIC)	Solution
Altadol 50 mg/ ml - tramadol	Formevet, Milan, Italie	103703017 (AIC)	Solution
Gentalyn 0.1 % crm - gentamycine	MSD Italia, Roma, Italie	20891077 (AIC)	Material
ciment dentaire rapide simplex	Kemdent, Associated Dental Products Ltd, Swindon, Royaume-Uni	ACR811	Material
GlasIonomer CX-Plus Cement	Shofu, Kyoto, Japon	PN1167	Material
porte-clip de sonde	Agn Tho’s, Lindigö, Suède	p/n 100 5001	Equipment
Histoacryl® Blue Topical Skin Adhesive	TissueSeal, Ann Arbor, Michigan, USA	TS1050044FP	Material
Valium 10 mg/2 ml - diazépam	Roche, Monza, Italie	019995063 (AIC)	Material
Seringue de 1 ml avec aiguille 25G	Vetrotecnica, Padoue, Italie	3	Material
rat aiguille d’alimentation flexible 17G	Agn Tho’s, Lindigö Suède	7206	Material
Appareil Grass Technology	Grass Technologies, Natus Neurology Incorporated, Pleasanton, Californie, USA	M665G08	Équipement (amplificateur AS40, boîtier de tête, câbles d’interconnexion, téléfacteur modèle RPSA S40)
système modulaire d’acquisition et d’analyse de données MP150	Biopac, Goleta, Californie, États-Unis	MP150WSW	Equipment
système de vidéosurveillance numérique	AverMedia Technologies, Fremont, Californie, États-Unis	V4.7.0041FD	Equipment
sonde de microdialyse	Agn Tho’s, Lindigö	Suède MAB 4.15.1.Cu	Material
sonde de microdialyse	Synaptech, Colorado Springs, Colorado, USA	S-8010	Material
chauffe-moteur	Grant Instruments, Cambridge, Angleterre	QBD2	Equipment
stirrer	Cecchinato A, Aparecchi Scientifici, Mestre, Italie	711	Equipment
pompe à perfusion	Univentor, Zejtun, Malta	864	Equipment
tube en polyéthylène à alésage fin	Smiths Medical International Ltd., Keene, New Hampshire, États-Unis	800/100/100/100	Material
adaptateurs de tubes bleus	Agn Tho’s, Lindigö Sweden	1002	Material
adaptateurs de tubes rouges	Agn Tho’s, Lindigö Sweden	1003	Material
Seringue de 2,5 mL avec aiguille 22G	Chemil, Padoue, Italie	S02G22	Material
bouchon de flacon	Cronus, Labicom, Olomouc, République tchèque	VCA-1004TB-100	Material
septum	Thermo Scientific, Rockwoood, Tennessee, États-Unis	National C4013-60 8 mm TEF/SIL	septum Material
insert en verre avec ressort inférieur	Supelco, Sigma, Milan, Italie	27400-U	Material
flacon d’échantillonneur automatique	National Scientific, Thermo Fisher Scientific, Monza, Italie	C4013-2	Material
Contrôleur de système Smartline manager 5000 et unité de dégazage	Knauer, Berlin, Allemagne	V7602	Equipment
Pompe à gradient quaternaire Smartline 1000	Knauer, Berlin, Allemagne	V7603	Equipment
Composition de la solution de Ringer	en mM : MgCl2 0.85, KCl 2.7, NaCl 148, CaCl2 1.2, 0.3 % BSA		Solution
modified Composition de la solution de Ringer	en mM : MgCl2 0.85, KCl 100, NaCl 50.7, CaCl2 1.2, 0.3 % BSA		Solution
salin	0.9 % NaCl, ph ajusté à 7.0		Solution
saccharose Solution	10 % de saccharose dans de l’eau		Solution

distillée