Imagerie TSPO-TEP/TDM pour détecter la formation d’infarctus dans un modèle murin d’AVC ischémique

Résumé

Source : Chaney, A. M., et.al. Imagerie TEP de la neuroinflammation à l’aide de [¹¹C]DPA-713 dans un modèle murin d’AVC ischémique. J. Vis. exp. (2018).

Cette vidéo présente une technique d’imagerie in vivo de la neuroinflammation dans un modèle murin d’AVC ischémique à l’aide d’un radiotraceur spécifique au TSPO. Après l’injection, le radiotraceur se lie à TSPO, une protéine située sur la membrane mitochondriale externe et surexprimée dans les cellules immunitaires activées. Un scanner TEP/TDM détecte la distribution du radiotraceur et génère une image co-enregistrée avec les données CT, permettant une localisation précise des régions neuro-inflammatoires du cerveau.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Calibrages TEP/TDM et configuration du flux de travail (6 jours après la chirurgie dMCAO)

1. Créez un flux de travail d’imagerie dans le logiciel d’exploitation du scanner pour inclure une acquisition d’atténuation CT, une acquisition TEP dynamique C-11 de 60 minutes (discrimination de niveau 350 - 650 keV, fenêtre de coïncidence de 3,438 ns), histogramme (20 images : 5 x 15 sec, 4 x 1 min, 11 x 5 min ; avec correction des temps morts) et une reconstruction 3DOSEM-OP (2 itérations, 18 sous-ensembles) pour créer des images de 128 x 128 x 159 avec une taille de voxel de 0,776 x 0,776 x 0,96 mm.
2. Effectuez le conditionnement de la source de rayons X via le panneau d’étalonnage CT situé dans le coin supérieur gauche de l’interface. Cet étalonnage doit être effectué chaque semaine ou avant le balayage si le système n’a pas été utilisé au cours des 48 dernières heures.
3. Effectuez des étalonnages sombre/clair (D/L) et décalage central (C/O).
   1. Appuyez sur le bouton d’étalonnage CT (X) en haut à gauche de l’interface.
   2. Sélectionnez D/L et C/O pour le fichier CT que vous allez exécuter, retirez le lit du portique et exécutez l’étalonnage D/L.
   3. Insérez le lit de l’outil d’étalonnage dans le scanner et exécutez l’étalonnage C/O, en veillant à basculer la sélection sur l’interface sur « outil d’étalonnage » au lieu de « palette de 70 mm ».
4. Retirez l’outil de calibrage et remettez le lit en PET standard, en veillant à revenir à la sélection sur l’interface sur « Palette de 70 mm ».
5. Fixez un lit d’imagerie à 4 souris sur la plate-forme du scanner à l’aide de ruban adhésif et fixez la tubulure d’anesthésie (Figure 1A). Assurez-vous que l’isoflurane s’écoule dans les tubes et qu’il n’y a pas de plis.
6. Poussez le lit vers l’avant pour qu’il soit au centre du champ de vision (FOV), fermez la porte du CT et obtenez une vue éclaireuse du CT pour vous assurer que le lit est dans la bonne position.
7. Effectuer un étalonnage « standard » du scanner TEP/TDM à l’aide d’un fantôme fabriqué à l’interne contenant une dose connue de solution de C-11 comme source de rayonnement.
   1. Préparez une seringue de 20 mL remplie de la dose de traceur équivalente à celle administrée à une souris (~250 - 350 μCi/9 - 13 MBq de traceur C-11 dilué dans une solution saline).
   2. Enregistrez l’activité dans l’étalon à l’aide d’un calibrateur de dose et notez l’heure de la mesure.
   3. Effectuez une TEP/TDM de l’étalon en utilisant exactement les mêmes paramètres que ceux qui seront utilisés pour imager les souris (comme décrit ci-dessus). Faites-le chaque semaine pour créer un facteur de correction que le scanner TEP appliquera aux données d’imagerie.

2. Configuration de l’espace de travail pour l’imagerie TEP/TDM

1. Créez un environnement stérile en utilisant un désinfectant avec du virucide (voir Table des matériaux) et en plaçant un rembourrage absorbant protecteur sur toutes les surfaces.
2. Assurez-vous que les bouteilles d’isoflurane et d’oxygène sont correctement remplies.
3. Préparez les cathéters de veine caudale en remplissant une seringue de 1 mL (munie d’une pointe d’aiguille de 27,5 g) avec du chlorure de sodium à 0,9 % (solution saline stérile) et en rinçant à l’aide d’un cathéter papillon de 27,5 g et de 24 cm. Coupez les ailes du cathéter avant la canulation pour vous assurer qu’elles ne bloquent pas la vue de la veine de la queue et pour faciliter le déplacement des souris dans le scanner sans déplacer le cathéter.
4. Assurez-vous que tout l’équipement essentiel est disposé au poste de travail, y compris les seringues de rechange (remplies de sérum physiologique), le lubrifiant pour les yeux, les tampons à l’éthanol, les lampes chauffantes, les cathéters préparés (pré-remplis de solution saline), le ruban chirurgical, la colle tissulaire, les seringues de dose de 0,5 ml, les ciseaux et un briquet pour sceller le cathéter après la mise en place réussie du cathéter après la mise en place réussie dans la veine de la queue {{TAG_141 TAG_140}}(Figure 1B).

3. Préparation et canulation d’animaux

1. Pesez les souris pour déterminer le volume maximal autorisé à injecter dans chaque souris (}i.e., {TAG_166}}Le volume de traceur et toute solution saline administrée ne doit pas dépasser 10 % du poids corporel).
2. Anesthésier les souris dans une chambre d’induction à l’aide d’isoflurane à 3 % et maintenir à 1-2 % (2 L/min 100 % O₂).
3. Appliquez un lubrifiant pour les yeux sur chaque souris et confirmez l’anesthésie par réflexe de pédale (pincement des orteils). Ajustez les niveaux d’anesthésie si nécessaire.
4. Placez la souris sur un lit chauffant équipé d’un cône nasal pour délivrer de l’isoflurane à 1-2 % (2 L/min 100 % O₂).
5. Pendant que la souris est anesthésiée, effectuez la canulation de la veine caudale en utilisant le protocole suivant :
   1. Placez la souris sur son côté pour exposer l’une des veines latérales, tandis que la tête reste dans le cône nasal.
   2. Réchauffez la queue à l’aide d’une lampe chauffante, en faisant attention de ne pas surchauffer ou brûler la queue, et tamponnez avec une lingette imbibée d’alcool pour dilater la veine et stériliser le site d’injection.
   3. Tenez l’aiguille avec le biseau vers le haut et alignez-la avec la veine à un angle aigu.
   4. Appliquez légèrement une pression pour percer la peau et niveler l’aiguille afin qu’elle soit alignée avec la veine.
   5. Poussez doucement vers l’avant de quelques millimètres au-delà du biseau pour que l’aiguille pénètre dans la veine.
   6. Confirmez que le cathéter est en place en administrant une petite dose de solution saline (10 à 20 μL). La solution saline doit quitter la seringue en douceur et la veine doit se dégager. Si une résistance ou une contre-pression est observée, il est probable que le cathéter ne soit pas dans la veine et il est conseillé de retenter une canulation. Si une coagulation est observée, utilisez de l’héparine (1 000 unités d’héparine par mL de solution saline) pour la mise en place de la canulation et le rinçage.
      REMARQUE : Nous avons évalué la canulation avec et sans héparine dans la souche de souris d’intérêt, et comme aucune coagulation n’a été observée, une solution saline seule a été utilisée pour les canulations.
   7. Fixez le cathéter à la queue à l’aide d’une petite goutte de colle tissulaire, suivie d’un ruban chirurgical, pour vous assurer que le cathéter reste immobile lors du transfert des souris vers le scanner.
   8. Retirez la seringue affleurante de l’extrémité du cathéter et scellez l’extrémité avec un briquet, en vous assurant que le chercheur ne se trouve pas à proximité d’isoflurane ou d’éthanol.
   9. Répétez l’opération pour 3 souris supplémentaires afin que les 4 souris à scanner soient canulées et préparées.
6. Allumez le débit d’anesthésie (2,5 % d’isoflurane, 2 L/minute 100 % O₂) connecté à la TEP/TDM et positionnez soigneusement les souris couchées dans le lit du scanner, en vous assurant que les cathéters restent en place et que la tête de chaque souris est droite et sécurisée à l’intérieur du cône nasal. Collez la tête et le corps de chaque souris au lit avec du ruban chirurgical souple, en veillant à ce que la respiration ne soit pas limitée par le placement du ruban. Enregistrez la position de chaque souris pour permettre un emplacement correct et une allocation de groupe pour l’analyse d’image.
7. Gardez les souris au chaud tout au long de la procédure (, par exemple, en utilisant une lampe chauffante ou un système de pompe à air chaud pour s’assurer que les souris sont maintenues au chaud sans surchauffer). Surveillez la fréquence respiratoire de toutes les souris, soit visuellement si vous utilisez un portique ouvert, soit à l’aide d’un système de surveillance à distance utilisant des coussinets respiratoires, et modifiez les niveaux d’anesthésie si nécessaire.

4. Acquisition CT

1. Une fois que les animaux sont en sécurité dans le lit et que la respiration est stable, allumez le réticule laser et déplacez le lit de balayage de manière à ce qu’il s’aligne avec le cerveau des quatre souris. Placez le lit du scanner en position d’acquisition (position 3) avec le cerveau des souris aussi près que possible du centre du champ de vision.
2. Acquérez une image d’éclaireur des souris pour vérifier leur position (utilisez un FOV de 200 mm) et ajustez la position en faisant glisser la case FOV sur l’interface si nécessaire. Cliquez sur « Démarrer le flux de travail » dans le logiciel du scanner pour commencer la tomodensitométrie, en vous assurant de sélectionner « Afficher les invites interactives de l’utilisateur » afin que la TEP puisse être démarrée manuellement avant l’injection du traceur.

5. [¹¹{TAG_329}}C]DPA-713 Préparation de dose

1. Synthesize [{TAG_341}}¹¹C]DPA-713, s’assurer que vous portez l’EPI (équipement de protection individuelle) approprié pour manipuler la radioactivité, y compris une blouse de laboratoire, des gants et des dosimètres personnels pour les doigts et le corps. Assurez-vous de changer de gants régulièrement pour éviter la contamination radioactive et d’augmenter votre distance par rapport à la source radioactive lorsque cela est possible.
2. À l’aide d’une pince, transférez soigneusement le flacon de radiotraceur derrière un bouclier en plomb.
3. Préparez pour chaque souris des seringues de 0,5 mL contenant environ 250 à 350 μCi/9 à 13 MBq dans un volume de 100 à 200 μL afin d’assurer une dose adéquate pour une TEP dynamique de 60 minutes (la dose administrée doit être déterminée en tenant compte de la demi-vie de l’isotope et de la chronologie de la conception de l’étude, le volume dépendant du poids de la souris).
4. Mesurez l’activité à l’aide d’un calibrateur de dose réglé sur C-11, situé à proximité du site de canulation, et enregistrez les temps de mesure et d’injection pour permettre la correction de la carie. Prélevez les doses juste avant la fin du scanner pour limiter la décomposition et vous assurer que le niveau de radioactivité souhaité sera injecté dans chaque souris.
5. Vérifiez qu’il n’y a pas de bulles d’air dans la seringue avant de mesurer l’activité et d’injecter dans chaque souris.

6. Acquisition TEP

1. Une fois que les souris passent automatiquement de la TDM à la TEP, configurez l’arrière du scanner pour [¹¹C]Injection de DPA-713 (Figure 1C). Placez un rembourrage absorbant protecteur sur un rebord et assurez-vous que des ciseaux et un briquet sont à portée de main.
2. Coupez le tube scellé du cathéter avec des ciseaux, vérifiez que les lignes du cathéter sont exemptes de bulles et confirmez que la canule est toujours dans la veine en effectuant un rinçage salin de 10 à 20 μL. Insérez les seringues à dose mesurée de l’étape 5.4 dans chacun des 4 cathéters, en gardant une trace de la dose administrée à chaque souris.
3. Cliquez sur « OK » lorsque le scan PET est prêt à démarrer tout en démarrant simultanément une minuterie de 10 secondes. Ayez deux chercheurs à l’arrière du scanner avec les seringues de dose à la main, pour injecter les 4 souris simultanément lorsque la minuterie atteint zéro. Rincez chaque cathéter avec 50 à 100 μL de solution saline (selon la longueur de la tubulure du cathéter — c’est-à-dire le volume mort) pour vous assurer que la dose complète pénètre dans la veine de la queue, et refermez à nouveau la tubulure à l’aide d’un briquet.
4. Mesurer les seringues de dose à l’aide d’un calibrateur de dose pour obtenir une valeur de radioactivité résiduelle (tout traceur laissé dans la seringue). Prenez note des valeurs et de l’heure à laquelle elles sont enregistrées.
5. Une fois le balayage terminé, remettez le lit en PET dans sa position d’origine à l’aide du bouton horizontal « Accueil » du panneau de commande de mouvement. Retirez les souris du scanner et retirez délicatement le cathéter. Appliquez doucement une pression sur le site de canulation pour éviter les saignements excessifs.
6. Mesurez l’activité résiduelle dans le cathéter à l’aide d’un calibrateur de dose.
7. Si les souris doivent être récupérées, assurez-vous que cela se fait dans un environnement chaud (, par exemple, dans une boîte avec un coussin chauffant en dessous ou contenant un gant rempli d’eau chaude) pour faciliter la récupération. Si vous prévoyez d’euthanasier les souris, placez-les dans une chambre d’induction contenant de l’isoflurane afin qu’elles restent anesthésiées avant l’euthanasie par perfusion.
8. Pour reconstruire les données, ouvrez le logiciel de gestion de post-traitement (voir Table des matériaux), qui reconstruira automatiquement chaque numérisation à l’aide des données de l’histogramme générées à partir du fichier lst.

7. Analyse dynamique d’images TEP

{TAG_473}}1. Ouvrez le logiciel d’analyse d’images (voir Table des matériaux) et cliquez sur l’icône « ouvrir les données » pour charger l’image CT (en tant que source) et sur l’icône « Ajouter des données » pour charger la TEP dynamique (en tant que référence).

2. Effectuez un contrôle visuel de la qualité des données via l’opérateur de séries chronologiques dans le menu déroulant : Sélectionnez la référence (« ref ») et « global » et appliquez un min et un max appropriés pour l’échelle de couleurs. Visualisez les données TEP dynamiques trame par image, en vérifiant l’absorption de radioactivité et en vérifiant s’il y a des facteurs de confusion de mouvement dans le balayage.

3. Créez une image TEP moyenne à l’aide de l’opérateur arithmétique.

1. Choisissez « moyenne sélectionnée », désélectionnez « ref » et assurez-vous que l’entrée 1 (« Inp1 »), l’entrée 2 (« Inp2 ») et l’étoile d’entrée (« Inp* » - inclut le reste des trames TEP dans le balayage) sont sélectionnées pour créer une moyenne de toutes les trames TEP.

2. Allez dans l’onglet « gestionnaire de données » (DM) et faites glisser l’image moyenne jusqu’à la position « input1 » à des fins de visualisation. Redistribuez l’échelle de couleurs en cliquant sur le calcul automatique dans l’outil « min-max ».

4. Enregistrez le TC dans le fichier PET moyen à l’aide de la fonction « 3D automatique » dans le menu déroulant « réorientation/enregistrement ».

1. Sélectionnez « ref » et « Inp1 », puis choisissez l’enregistrement « rigide », « rapide », « Inp1 à Ref ». Vérifiez visuellement l’enregistrement dans les 3 dimensions et ajustez manuellement si nécessaire dans l’onglet « 3D manuel » à l’aide des fonctions « translation » et « rotation ».

2. Lorsque vous êtes satisfait de l’enregistrement, sélectionnez « Inp2 » et « Inp* », et appliquez-les à tous les cadres en PET en cliquant sur la coche. Faites un clic droit sur les fichiers CT et PET dans le DM et enregistrez-les en tant que brut.

5. Recadrez le cerveau d’une souris à la fois pour une analyse cérébrale à l’aide du CT comme guide : Sélectionnez « recadrage » dans le menu déroulant et faites glisser les limites de l’image pour recadrer la tête de la souris sous le tronc cérébral. Réorientez les images TEP et TDM à l’aide de la fonction « réorientation 3D manuelle » comme décrit ci-dessus afin que le crâne soit droit dans toutes les dimensions.

6. Chargez l’image MR de cette souris (au format DICOM) à l’aide du bouton « ajouter des données » en haut à gauche de l’interface. Déplacez l’IRM à l’aide de la « réorientation 3D manuelle » et ajustez-l’ajustement au crâne dans l’image CT (assurez-vous que toutes les modalités sont dans la même orientation).

7. Dessinez le ROI du trait sur l’image MR à l’aide de l’outil « ROI 3D ».

1. Désactivez la visualisation PET en la désélectionnant dans l’onglet du contrôleur visuel (VC) et utilisez uniquement le MR et le CT pour dessiner le ROI.

2. Cliquez sur le bouton « ajouter un ROI » pour créer un nouveau ROI et nommez-le « infarctus ». Sélectionnez l’outil « spline », en faisant un clic gauche pour dessiner la bordure du retour sur investissement et un clic droit pour le fermer.

3. Répétez l’opération sur toutes les tranches englobant le trait, en vous assurant de ne capturer aucune partie du crâne dans la zone d’intérêt, la meilleure pratique étant de laisser un espace de voxel entre la bordure du crâne et le retour sur investissement du trait.

8. Générer un retour sur investissement controlatéral en utilisant le volume d’infarctus.

1. Créez un nouveau retour sur investissement et étiquetez-le « controlatéral ». Faites un clic droit sur le ROI de l’infarctus et sélectionnez « exporter ». Faites glisser la zone d’intérêt jusqu’à la position 2 (« Inp1 »).

2. Avec seulement « Inp1 » sélectionné, appliquez un retournement gauche à droite à l’aide de la fonction « opérateur » dans le menu « réorientation/enregistrement ». Cochez la case « ROI », choisissez « view only » et déplacez manuellement le nouveau ROI vers la même région du côté controlatéral. Sélectionnez l’opérateur « arithmétique » et appliquez une multiplication scalaire de 2 au nouveau ROI, permettant une quantification indépendante des ROI.

3. Revenez à l’outil ROI 3D. Allez dans l’onglet « expert et expérimental » et cliquez sur le bouton « importer le ROI ». Sélectionnez Inp1 dans la boîte de dialogue pour charger le nouveau volume en tant que retour sur investissement controlatéral.

9. Faites un clic droit sur l’image PET moyenne, déchargez-la et rallumez le PET. Générez les résultats quantitatifs de l’adoption à l’aide de l’icône « exporter les résultats » dans l’outil de retour sur investissement 3D.

10. Effectuez une analyse supplémentaire du cerveau divisé si vous le souhaitez (c’est-à-dire la génération automatisée d’un retour sur investissement des régions de l’hémisphère cérébral droit et gauche à l’aide d’un module de plug-in d’atlas cérébral de souris 3D pour le logiciel Vivoquant).

1. Rechargez les images TEP/TDM enregistrées.

2. Importez l’atlas cérébral de la souris en cliquant sur le menu « modules avancés » et en sélectionnant l’outil Atlas cérébral 3D. Sélectionnez « toutes les régions gauche/droite » dans les « paramètres avancés » et cliquez sur « Exécuter » pour importer l’atlas 3D.

3. Ajustez manuellement l’atlas dans le cerveau en utilisant le crâne comme bordure.

4. Relancez l’atlas en vous assurant que l’option « importer le retour sur investissement 3D » est cochée pour générer une feuille de calcul des résultats pour les 14 zones d’intérêt des hémisphères gauche et droit (médullaire, cervelet, mésencéphale, pont, cortex, hippocampe, thalamus, hypothalamus, striatum, pallidum, bulbes olfactifs, corps calleux et substance blanche).

11. Quantifier l’absorption du traceur dans la rate à l’aide du logiciel d’exploitation du scanner (voir Tableau des matériaux).

1. Chargez les fichiers d’images TEP et CT en les mettant en surbrillance dans la base de données et en cliquant sur « analyse générale ».

2. Cliquez sur l’onglet d’enregistrement et co-enregistrez les images PET et CT en cliquant sur l’icône « enregistrement rigide ».

3. Cliquez sur l’onglet Quantification du ROI, cliquez sur l’icône « créer un ROI » et nommez-le spleen.

4. Choisissez l’outil « sphère » pour dessiner les retours sur investissement de la rate en utilisant le fichier CT comme référence, en vous assurant qu’il n’y a pas de chevauchement avec l’absorption rénale (en utilisant l’image et le signal TEP pour éviter le débordement des reins).

5. Modifiez les retours sur investissement pour maintenir des volumes de retour sur investissement cohérents entre les animaux.

12. Calculez une valeur de correction standard pour la normalisation de l’absorption.

1. Chargez les données TEP/TDM à partir du balayage standard et créez un retour sur investissement du cylindre englobant la seringue de 20 ml à l’aide de l’outil « ROI 3D manuel ».

2. Obtenez le niveau de radioactivité contenu dans la norme à l’aide de l’icône de la feuille de calcul.

3. Utilisez ce résultat nCi/cc et la radioactivité enregistrée d’origine pour l’étalon (c.-à-d. la mesure de l’étalon de dose de l’étalon en nCi/cc) pour créer un facteur de correction des valeurs d’absorption de PET. C’est-à-dire qu’il faut diviser la radioactivité de l’étalon enregistrée par l’étalon de dose par la radioactivité calculée à partir de l’image TEP de l’étalon.

13. Utilisez les activités de dose et le temps des mesures pour décroître correctement au moment de l’acquisition de la TEP pour toutes les souris (c’est-à-dire calculer l’activité de la dose au début de la TEP).

14. Répétez l’opération pour les valeurs résiduelles et soustrayez de la dose corrigée de la décomposition pour calculer l’activité exacte que chaque animal a reçue.

15. Après avoir appliqué cette correction de décroissance, appliquez également la correction standard pour vous assurer que les données sont au bon niveau d’activité. Assurez-vous que ces corrections sont appliquées aux résultats de retour sur investissement dessinés manuellement et aux données de retour sur investissement de l’atlas cérébral pertinentes pour l’emplacement du dMCAO (c’est-à-dire le cortex, l’hippocampe et le striatum).

16. Calculer le %ID/g pour tous les RNI à l’aide de l’équation suivante : %ID/g = (radioactivité du RIN en nCi/cc / dose corrigée de la décroissance reçue en nCi/cc) x100. Tracez %ID/g en fonction du temps à l’aide d’un logiciel de représentation graphique pour générer des courbes d’activité temporelle pour chaque retour sur investissement.

17. Utilisez un logiciel de numérisation pour la visualisation de l’image finale et la génération de figures. Normalisez les images en fonction de la dose corrigée de la décroissance reçue par chaque souris au moment de la numérisation, en vous assurant que toutes les images sont sur la même échelle %ID/g.

REMARQUE : Ceci est nécessaire pour permettre une comparaison précise des images de différentes souris et/ou des images d’études réalisées à des jours différents.

Résultats

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Inveon PET/CT scanner	Siemens	Version 4.2
logiciel VivoQuant	InVicro	Version 2.5	Logiciel d’analyse d’images
Inveon Research Workspace software	Siemens	Version 4.2	Logiciel d’exploitation du scanner. Comprend microQView, le logiciel de gestion de post-traitement
Dose calibrator	Capintech		CRC-15 PET
Typhoon phosphor imager 9410	GE Healthcare	8149-30-9410
Cathéters papillon	SAI Infusion Technologies	BFL-24	27.5 G needle
seringues de 1 mL	BD
Seringues à insuline	BD	329461	0.5 mL seringues d’insuline avec aiguille
seringue de 20 mL	VWR	BD302831	BD Seringue Slip Tip Gradué
Colle à tissu	Santa Cruz Animal Health	sc-361931	3 mL
Lampe chauffante	Fluker	27002	5.5" lampe chauffante pour reptiles avec pince et interrupteur
0.9 % de solution saline stérile	Pfizer	00409-4888-10	0,9 % chlorure de sodium pour injection, 10 mL
Chux feuilles absorbantes	ThermoFisher Scientific	1420662	Rembourrage absorbant jetable
ciseaux à iris	World Precision Instruments	503708-12	11.5cm, droit, paquet de 12
Ruban chirurgical	3M Durapore	1538-0	1/2"X10 yard roll, soie, hypoallergénique
Lit PET de souris	In house		4 souris PET bed
Briquet	Bic	UDP2WMDC
Isoflurane	Henry Schein	NDC 11695-6776-2	Isothesia, anesthésique par inhalation, 250 mL
Oxygen	Praxiar	UN1072	Compressed gas
Lubrifiant pour les yeux	Watson Rugby	PV926977	Artificial Tears Lubricant Eye Pommade, 1/8 oz