Imagerie calcique microendoscopique en temps réel chez une souris en mouvement libre

Résumé

Source : Lee, H. et. al., Imagerie calcique in vivo réussie avec un microscope miniaturisé monté sur la tête dans l’amygdale d’une souris se comportant librement. J. Vis. Exp. (2020)

Cette vidéo montre l’imagerie calcique in vivo chez une souris à l’aide d’un indice de réfraction à gradient, ou lentille GRIN, et d’un microscope miniaturisé. La configuration combine la fixation de la tête dans un système de cage mobile sans friction, stimulant les neurones et déclenchant l’afflux d’ions calcium. La lentille GRIN capte la signalisation calcique dans le cerveau, ce qui permet de visualiser en temps réel l’activité neuronale.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

REMARQUE : Ce protocole comprend six étapes principales : la chirurgie d’injection virale, la chirurgie d’implantation d’une lentille à gradient de réfraction (GRIN), la validation de l’implantation d’une lentille GRIN, la fixation de la plaque de base, l’enregistrement optique du signal GCaMP (fusion de la protéine fluorescente verte (GFP), de la calmoduline (CaM) et de M13, une séquence peptidique de la myosine à chaîne légère kinase) pendant un test de comportement et le traitement des données (Figure 1A). À l’exception de la chirurgie, le progiciel commercial (Inscopix) est utilisé.

1. Chirurgie stéréotaxique – Injection de virus adéno-associé (AAV)
REMARQUE : La souche de souris utilisée dans cette intervention chirurgicale est C57BL6/J. Le corps de l’animal est recouvert d’un drap stérile pendant l’opération, et toutes les étapes du protocole sont effectuées avec des gants stériles. Plusieurs interventions chirurgicales ne sont généralement pas effectuées le même jour. Cependant, si plusieurs souris doivent subir la même intervention chirurgicale le même jour, utilisez un ensemble distinct d’outils chirurgicaux autoclavés pour chaque souris et de l’éthanol à 70 % pour désinfecter les instruments chirurgicaux entre les souris. Pour garder la souris au chaud pendant l’intervention chirurgicale, la souris est recouverte d’une couverture chirurgicale sur mesure après avoir été fixée au cadre stéréotaxique.

1. Désinfectez tous les outils chirurgicaux nécessaires avec de l’éthanol à 70 % et préparez une seringue Hamilton et une pipette en verre. Remplissez la pipette en verre avec de l’eau distillée.
   REMARQUE : Tous les outils chirurgicaux utilisés dans le protocole sont autoclavés. Étant donné que la lentille GRIN et les vis crâniennes ne peuvent pas être autoclavées pour la stérilisation, l’éthanol à 70 % est utilisé comme désinfectant pour prévenir l’inflammation. Bien qu’elles n’aient pas été essayées, d’autres formes de stérilisation peuvent être utilisées, par exemple la stérilisation au gaz ou chimique.
2. Anesthésier la souris avec du pentobarbital (83 mg∙kg-1 de poids corporel) par injection intrapéritonéale. Une fois que la souris est devenue inconsciente, rasez la fourrure du crâne.
3. Nettoyez la peau au-dessus du crâne avec de l’éthanol à 70 % et fixez la souris au cadre stéréotaxique. Retirez délicatement la peau et essuyez la surface du crâne avec une solution de peroxyde d’hydrogène à 35 % à l’aide d’un applicateur à coton. Appliquez une pommade oculaire lubrifiante pour prévenir le dessèchement de la cornée pendant l’opération.
   REMARQUE : Bien qu’il n’y ait généralement aucun problème à utiliser de l’éthanol à 70 % uniquement pour la préparation aseptique de la peau, il est recommandé d’utiliser 3 cycles alternés de désinfectant, par exemple une solution d’iodophors ou de chlorhexidine, et d’éthanol à 70 %. Une concentration plus élevée de peroxyde d’hydrogène est utilisée dans ce protocole pour s’assurer que le tissu conjonctif du crâne de la souris est éliminé aussi complètement que possible, ce qui est essentiel pour réduire les artefacts de mouvement lors de l’imagerie ultérieure, car le tissu conjonctif du crâne interfère avec une fixation ferme de la plaque de base au crâne. Il convient de noter que 35 % de peroxyde d’hydrogène est beaucoup plus élevé que ce qui est normalement utilisé (3 %).
4. Fixez la goupille à l’aide d’un support de sonde stéréotaxique. Alignez la hauteur du bregma et du lambda avec la goupille.
5. Trouvez l’emplacement spécifique sur le crâne de la souris pour la craniotomie.
   REMARQUE : Les coordonnées de l’amygdale latérale (LA) pour l’injection du virus sont (AP, ML, DV) = (-1,6 mm, -3,5 mm, -4,3 mm) du bregma dans ce protocole (AP ; Antérieur-postérieur, ML ; médio-latéral, DV ; Dorsale-ventrale, chaque abréviation indique la distance axiale relative par rapport au bregma). Les coordonnées doivent être optimisées pour chaque condition expérimentale.
6. Percez la surface du crâne (Figure 1B). Lavez les fractions du crâne avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS). Retirez la couche restante à l’aide d’une pince ou d’une aiguille de 27 G.
   1. Lors du perçage du crâne, essayez de ne pas toucher la dernière couche de dure-mère pour éviter d’endommager la surface du tissu cérébral. Une surface cérébrale endommagée provoque une inflammation autour du cristallin, ce qui induit des artefacts de mouvement sévères et une autofluorescence élevée pendant l’enregistrement. La craniotomie mesure 1,6 mm. La vitesse de perçage est de 18 000 tr/min et la taille de la mèche est de 0,6 mm.
7. Pour abaisser le cristallin GRIN de la surface du tissu cérébral du site foré au site amygdale cible, calculez la distance nommée « Valeur A » en soustrayant la différence DV entre le bregma et la surface cérébrale exposée de la coordonnée DV de l’implantation du cristallin, qui est définie sur la base du bregma (4,2 mm dans ce cas, Figure 1C).
8. Chargez 3 μL d’huile minérale et 0,7 μL de solution virale AAV dans la pipette en verre.
   REMARQUE : L’huile minérale aide à séparer la solution virale de l’eau. 0,7 μL est un volume optimisé pour l’injection du virus LA qui peut couvrir entièrement l’AL.
9. Retirez la goupille du support de sonde stéréotaxique et fixez-y la pipette en verre.
10. Localisez la pipette en verre au site d’injection mentionné à l’étape 1.5. Insérez la pipette en verre dans le tissu cérébral une fois le saignement complètement arrêté.
11. Administrer le virus à l’aide d’une pipette en verre à l’aide d’une pompe d’injection.
    REMARQUE : Le titre du virus doit être supérieur à 1 x 1013 vg/mL pour obtenir un nombre suffisant de cellules exprimant GCaMP. La vitesse d’injection est de 0,1 μL/min et la diffusion pendant 10 min. S’il y a un saignement, lavez la surface du cerveau avec du PBS. Gardez la surface du cerveau humide dans cette étape.
12. Une fois l’injection terminée, retirez lentement la pipette en verre.

2. Chirurgie stéréotaxique – Implantation de lentille GRIN
REMARQUE : La chirurgie d’implantation de lentille GRIN est l’étape la plus critique de ce protocole. Étant donné qu’une vitesse lente et constante du mouvement de la lentille GRIN est essentielle pour une implantation réussie de la lentille GRIN, un bras chirurgical motorisé peut être utile. Le bras de chirurgie motorisé est un manipulateur stéréotaxique contrôlé par un logiciel informatique. Bien que le bras motorisé soit utilisé dans ce protocole, d’autres moyens peuvent également être utilisés tant que la lentille se déplace de manière constante et lente pendant l’implantation. Des informations détaillées sur l’appareil se trouvent dans la table des matériaux.

1. Percez le crâne pour implanter deux vis de crâne. Lavez toutes les fractions du crâne avec PBS.
   REMARQUE : Pour réduire les artefacts de mouvement lors de l’imagerie optique ultérieure, au moins deux vis sont nécessaires. Les deux vis crâniennes et la position de l’implant de la lentille GRIN forment un triangle équilatéral (Figure 1B). La taille de la craniotomie doit correspondre étroitement au diamètre de la vis. S’il y a un saignement, lavez la surface de saignement avec du PBS. La vitesse de perçage est de 18 000 tr/min et la taille de la mèche est de 0,6 mm.
2. Désinfectez les vis avec de l’éthanol à 70 % pour éviter l’inflammation. Implantez les vis aussi profondément que possible.
   REMARQUE : Les vis doivent être solidement fixées sans adhérence supplémentaire, comme du ciment.
3. Installez un bras de chirurgie motorisé sur le cadre stéréotaxique. Connectez le matériel requis à l’ordinateur portable sur lequel le logiciel de contrôle est installé (tableau des matériaux).
4. Avant d’abaisser la lentille GRIN, préparez-vous à faire une trace d’aiguille avec une aiguille de 26 G.
   REMARQUE : La trace d’aiguille est une sorte de piste de guidage qui aide à implanter la lentille GRIN relativement épaisse dans des régions cérébrales profondes telles que l’amygdale sans provoquer de distorsion sévère de la structure cérébrale le long de la voie d’injection. Cette piste de guidage est appelée piste d’aiguille parce qu’elle est réalisée par une procédure d’abaissement et d’élévation d’une aiguille relativement fine de 26 G.
5. Fixez le porte-canule pour maintenir l’aiguille de manière stable sur le cadre stéréotaxique.
6. Saisissez l’aiguille 26 G avec le porte-canule et calculez les coordonnées du site d’insertion de l’aiguille.
   REMARQUE : Dans ce protocole, les coordonnées du site d’insertion de l’aiguille sont à 50 μm latéralement du site d’injection du virus (AP, ML, DV) = (-1,6 mm, -3,55 mm, -3,7 mm).
7. Accédez au logiciel de contrôle et préparez-vous complètement à la position de l’aiguille de manipulation.
   1. Exécutez le logiciel de contrôle et sélectionnez le bouton Démarrer un nouveau projet pour démarrer la session de contrôle.
      REMARQUE : Dans la session de contrôle, il y a plusieurs cases vides et boutons de menu. Les cases vides sont des espaces de saisie pour les coordonnées. Après avoir entré les coordonnées dans les cases vides, le bras stéréotaxique motorisé se déplace en cliquant sur le bouton Aller à. Le bouton Go To se transforme en bouton STOP lorsque le bras stéréotaxique est en mouvement. Parmi plusieurs boutons de menu, seul le bouton Outil est requis dans ce protocole.
   2. Cliquez sur le bouton Outil. Calibrez le logiciel de contrôle en cliquant sur le bouton de menu Calibrer le cadre. L’étalonnage est le processus par lequel la position réelle du manipulateur est définie sous forme de valeurs sur le logiciel Stereodrive.
8. Localisez la pointe de l’aiguille à la surface exposée du cerveau à la surface du crâne à l’aide d’un manipulateur stéréotaxique.
   REMARQUE : La vitesse de l’aiguille est réglée à l’aide du menu de vitesse Microdrive dans le menu Outil. La vitesse par défaut est de 3,0 mm/s. Cependant, une vitesse de 0,5 mm/s est recommandée dans cette étape. Le mouvement de l’aiguille est contrôlé par les touches fléchées.
9. Ajoutez 2-3 gouttes de PBS pour garder la surface du cerveau humide. Remplissez la case vide sur l’écran de l’ordinateur avec les coordonnées DV appropriées de l’AL. Si la surface du cerveau est sèche, elle entrave la pénétration de l’aiguille dans le tissu cérébral.
10. Abaissez l’aiguille 26 G en cliquant sur le bouton Aller à. Il s’arrête automatiquement lorsque l’aiguille atteint le site cible défini par les coordonnées DV. La vitesse de l’aiguille est de 100 μm/min. S’il y a un saignement, arrêtez l’aiguille en cliquant sur le bouton STOP et lavez la surface du cerveau avec du PBS. Gardez la surface du cerveau humide dans cette étape. Une fois le saignement arrêté, recommencez à diminuer.
11. Une fois que l’aiguille s’est complètement arrêtée de bouger, entrez 45,00 mm dans la case vide sur l’écran de l’ordinateur.
    REMARQUE : 45,00 mm est une valeur de coordonnée DV qui ramène l’aiguille à la position de départ.
12. Élevez l’aiguille en cliquant sur le bouton Aller à. La vitesse de mouvement de l’aiguille est de 100-200 μm/min.
13. Une fois que l’aiguille a cessé de bouger, retirez le PBS à la surface du cerveau. Désinstallez l’aiguille et le porte-canule du cadre stéréotaxique. L’expérimentateur peut arrêter manuellement l’aiguille en cliquant sur le bouton STOP si nécessaire.
14. Équipez la tige stéréotaxique du support d’objectif. Installez la lentille GRIN sur le support de lentille.
    REMARQUE : La lentille GRIN optimisée pour cibler le LA (0,6 mm de diamètre, 7,3 mm de longueur) est utilisée dans ce protocole. Si le support de lentille n’est pas préparé, une autre méthode consiste à utiliser une pince bulldog pour saisir la lentille GRIN.
15. Désinfectez le verre avec de l’éthanol à 70 % et fixez la tige stéréotaxique aux montures stéréotaxiques.
16. Localisez l’extrémité de la lentille GRIN à l’endroit désigné sur la surface du crâne (même méthode que celle décrite à l’étape 2.8).
    REMARQUE : Les coordonnées de la lentille GRIN sont (AP, ML, DV) = (-1,6 mm, -3,55 mm, -4,2 mm) (Figure 1C). L’objectif ne doit pas toucher le crâne pour éviter d’endommager sa pointe.
17. Calculez la coordonnée DV en soustrayant la valeur absolue de la « valeur A » de la coordonnée DV de l’implantation de l’objectif décrite à l’étape 2.16.
18. Déposez 2-3 gouttes de PBS à la surface du cerveau. Entrez 1000 μm pour l’abaissement et 300 μm pour le relevage de l’objectif dans la case vide sur l’écran de l’ordinateur.
19. Répétez l’abaissement (1000 μm vers le bas) et le relevage (300 μm vers le haut) de la lentille GRIN jusqu’à ce qu’elle atteigne le site cible. Cette procédure de haut en bas est utilisée pour aider à relâcher la pression générée à l’intérieur du tissu cérébral en raison de la procédure d’abaissement du cristallin qui peut autrement provoquer une distorsion des structures cérébrales le long de la voie d’implantation.
    REMARQUE : La vitesse de mouvement du cristallin GRIN est de 100 μm/min. Même s’il y a des saignements, n’arrêtez pas de bouger le cristallin GRIN et lavez la surface du cerveau avec du PBS. Gardez la surface du cerveau humide dans cette étape. Si la surface du cerveau est sèche, le tissu cérébral adhère à la surface du cristallin GRIN et provoque une distorsion de la structure du cerveau.
20. Si le cristallin GRIN atteint le site cible, retirez le PBS et appliquez soigneusement le ciment dentaire en résine autour du cristallin GRIN, des vis et de leur paroi latérale (Figure 1D).
    REMARQUE : L’application du ciment en résine sur l’ensemble du crâne peut réduire les artefacts de mouvement. Au contraire, si le ciment de résine recouvre accidentellement les muscles attachés au crâne, il augmente les artefacts de mouvement.
21. Une fois que le ciment dentaire en résine a durci, démontez la lentille GRIN du support de lentille et appliquez du ciment acrylique sur tout le crâne (Figure 1D).
22. Pour fixer la plaque de tête, démontez le support d’objectif de la tige stéréotaxique et fixez la plaque de tête sur l’extrémité de la tige à l’aide de rubans. Vérifiez si la plaque de tête est horizontale.
    REMARQUE : Une plaque de tête inclinée entraîne une vue inclinée. Une plaque de tête est nécessaire pour fixer la tête de souris dans le système de cage de maison mobile (dans la section de fixation de la plaque de base). Si l’expérimentateur n’utilise pas le système, sautez cette étape (étape 2.22) et l’étape suivante 2.23.
23. Abaissez lentement la tige jusqu’à ce que la plaque de tête soit située en haut du brassard de l’objectif. Abaissez la plaque de tête de 1000 μm de plus. Déplacez la plaque de tête de la lentille GRIN implantée pour la localiser sur le bord droit de l’anneau interne de la plaque de tête.
    REMARQUE : La plaque de tête doit être positionnée plus bas que la surface de la lentille GRIN implantée ; sinon, le microendoscope ne peut pas s’approcher suffisamment près de la lentille GRIN implantée pour ajuster le plan focal en raison du ciment acrylique.
24. Appliquez du ciment acrylique pour fixer la plaque de tête aux couches de ciment (Figure 1D).
25. Fixez un film de paraffine sur la surface de la lentille GRIN implantée pour protéger la surface de la lentille de la poussière. Appliquez ensuite une liaison époxy amovible sur le film de paraffine pour maintenir le film de paraffine sur la surface de la lentille.
26. Injectez du carprofène, un analgésique (0,5 mg/mL dans le PBS), et de la dexaméthasone, une solution d’anti-inflammatoire (0,02 mg/mL dans le PBS), dans la cavité péritonéale de la souris.
    REMARQUE : La dose du médicament dépend du poids corporel : Carprofène (5 mg∙kg-1 de poids corporel) et Dexaméthasone (0,2 mg∙kg-1 de poids corporel). Le carprofène et la dexaméthasone sont administrés après la chirurgie et une fois par jour pendant 7 jours après la chirurgie.
27. Mélangez 0,3 mg/mL d’amoxicilline, un antibiotique, dans l’eau de la cage domestique pour administrer le médicament pendant 1 semaine.
28. Remettez la souris dans la cage domestique et attendez 5 à 8 semaines pour la récupération et la transmission du virus.
    REMARQUE : La souris est récupérée dans une cage préchauffée sur une couverture électrique jusqu’à ce qu’elle se réveille de l’anesthésie.

3. Validation de l’implantation de la lentille GRIN
REMARQUE : La validation de l’implantation de la lentille GRIN fournit des informations indiquant si la lentille GRIN implantée est sur la cible des cellules exprimant GCaMP. Sur la base de ces informations, l’expérimentateur économise son temps sur les processus fastidieux tels que le test de comportement et le traitement des données en excluant les animaux avec une implantation de lentille GRIN non ciblée. Au cours de la procédure de validation, les cellules avec l’expression GCaMP doivent être focalisées dans le champ de vision de l’enregistrement. Une cage de maison mobile est utilisée dans cette étape. Une cage de maison mobile est un appareil spécialisé de forme ronde qui permet aux souris à tête fixe de bouger librement leurs pattes pendant la validation de l’implantation de la lentille GRIN et de la fixation de la plaque de base. Une table de levage pneumatique dans cet appareil, sur laquelle sont placées les pattes des souris à tête fixe, permet un tel mouvement libre des jambes, bien que la tête soit fixe. Les cellules du noyau latéral de l’amygdale sont généralement calmes dans un état de repos ou d’anesthésie, de sorte que les signaux de fluorescence GCaMP sont rarement détectés dans ces conditions, ce qui rend très difficile, parfois impossible, la recherche de cellules exprimant GCaMP lors de la validation de l’implantation de la lentille GRIN et de la fixation de la plaque de base. Cependant, le mouvement des jambes produit souvent des signaux de fluorescence GCaMP dans les cellules du noyau latéral de l’amygdale et peut ainsi aider à localiser le microscope. Ainsi, la cage de maison mobile est utilisée dans ce protocole.

1. Assemblez le manipulateur stéréotaxique dans le système de cage de la maison mobile.
2. Anesthésie la souris avec 1,5 % de gaz isoflurane. Une fois que la souris est complètement inconsciente, placez la souris sur la barre de tête du système de cage de maison mobile.
3. Localisez la cage de carbone sous la souris. Fermez la cage en carbone et activez le flux d’air pour que la cage se déplace librement sans frottement. Attendez quelques minutes jusqu’à ce que la souris devienne active.
   REMARQUE : La vitesse du flux d’air doit être optimisée pour chaque condition expérimentale (ici, 100 L/min).
4. Retirez le film de paraffine et la liaison époxy sur la surface de la lentille GRIN implantée et essuyez la surface de la lentille avec de l’éthanol à 70 % à l’aide de papier pour lentilles.
5. Préparez le logiciel d’acquisition de données (DAQ) (par exemple, Inscopix). Réglez les conditions d’image.
   REMARQUE : Le logiciel DAQ est utilisé pour contrôler le microscope (puissance des diodes électroluminescentes (LED), mise au point de l’objectif, etc.) et le stockage des données.
   1. Allume le boîtier DAQ et branche-y un microscope. Ensuite, connectez-le à un ordinateur portable, soit directement à l’aide d’un câble, soit via Internet sans fil.
      REMARQUE : Le logiciel DAQ est installé dans le matériel supplémentaire appelé boîtier DAQ (par exemple, Inscopix). En connectant le boîtier DAQ à l’ordinateur portable, le logiciel DAQ devient accessible dans un ordinateur portable.
   2. Accédez au logiciel DAQ via un navigateur Internet (Firefox est recommandé).
   3. Définissez tous les détails nécessaires (date, ID de souris, etc.) dans la session définie. Cliquez ensuite sur Enregistrer et continuer. Après l’enregistrement, accédez à la session Exécuter.
   4. Dans la session d’exécution, réglez les conditions d’imagerie telles que le temps d’exposition, le gain, la mise au point électronique et la puissance des LED d’exposition.
      REMARQUE : Le gain et la puissance des LED d’exposition sont modifiables en fonction des conditions de laboratoire. La valeur recommandée pour la mise au point électrique est de 500 et le temps d’exposition est de 50 ms. Il n’y a aucune restriction pour changer la puissance et le gain des LED. Cependant, une intensité de lumière plus élevée peut provoquer plus de blanchiment. Le temps d’exposition de l’enregistrement détermine la fréquence d’images de l’enregistrement vidéo. Des fréquences d’images plus élevées réduiront l’intensité du signal. Les fréquences d’images doivent être optimisées pour les GECI utilisés pour l’imagerie.
6. Pour tenir le microscope sur un manipulateur stéréotaxique, fixez la tige stéréotaxique à l’aide d’une pince de microscope au manipulateur stéréotaxique.
   REMARQUE : La pince est un petit accessoire qui peut être fixé à l’appareil stéréotaxique pour maintenir un corps de microscope afin de le placer à l’emplacement du cerveau cible.
7. Saisissez le microscope avec la pince de microscope. Allumez la lumière LED connectée au microscope et alignez le microscope verticalement. Abaissez le microscope tout en observant l’image jusqu’à ce que la surface de la lentille GRIN implantée apparaisse.
8. Alignez le centre de la lentille GRIN implantée avec le centre de la vue.
   REMARQUE : La validation de l’implantation de la lentille GRIN peut être effectuée dans cette étape (mentionnée dans la section des résultats, Figure 2B, Figure 2D, Figure 2F).
9. Capture d’une image de la surface implantée de la lentille GRIN (cliquez sur le bouton Prt Sc du clavier). L’image de la surface de la lentille GRIN implantée est nécessaire pour désélectionner les composants non neuronaux lors du traitement ultérieur des données (étape 6.8).
10. Trouvez la position appropriée du microscope. Élevez lentement la lentille de l’objectif du microscope tout en observant l’image pour rechercher des cellules avec une expression GCaMP7b.
    REMARQUE : Il peut être nécessaire d’ajuster le gain de l’acquisition d’image ou la puissance de la LED d’exposition. La validation de l’implantation de la lentille GRIN peut être effectuée dans cette étape (mentionnée dans la section des résultats, Figure 2A, Figure 2C, Figure 2E).

Résultats

Figure 1 : Flux de travail schématique et diagrammes pour la chirurgie stéréotaxique pour l’imagerie calcique microendoscopique in vivo dans l’AL. (A) Un flux de travail schématique de l’imagerie calcique microendoscopique in vivo dans l’AL. (B) Une imag...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
26G needle	BD	302002	Surgery
AAV1-Syn-GCaMP7b-WPRE	Addgene	104493-AAV1	Surgery
AAV2/1-CaMKiiα-GFP	Chirurgie
sur mesureCiment acrylique-dentaire (Ortho-jet Acrylic Pink)	Lang	1334-pink	Chirurgie & fixation de plaque de base
Manipulateur de flux d’air	Neurotar	NTR000253-04	Fixation de plaque de base
Amoxicilline	SIGMA	A8523-5G
Chirurgie Cage de carbone	Neurotar	180mm x 70mm	Fixation de plaque de base
Carprofen	SIGMA	PHR1452-1G	chirurgie
Logiciel de traitement de données	INSCOPIX	Logiciel de traitement de données	Fixation de plaque de base et test de comportement
Dexaméthasone	SIGMA	D1756-500MG	Foret chirurgical
	Seyang	marathon-4	Fraise de chirurgie
	ELA	US1/2, Shank104
Aiguille en verre de chirurgie	WPI	PG10165-4	Chirurgie
Lentille GRIN (Sonde INSCOPIX Proview)	INSCOPIX	1050-002208	Chirurgie
Hamilton Seringue	Hamilton	84875
Plaque de tête	de chirurgie Neurotar	Model 5
Ordinateur portable	Samsung	NT950XBV	Surgery
Porte-objectif, Tige stéréotaxique (kit d’implant INSCOPIX proview)	INSCOPIX	1050-004223	Chirurgie
Pince pour microscope	INSCOPIX	1050-002199 Fixation de	plaque de base
Microscope, logiciel DAQ, matériel	INSCOPIX	nVista 3.0	Fixation de plaque de base et test de comportement
Cage domestique mobile	Neurotar	MHC V5	Fixation de plaque de base
Bras momifié	Neurostar	Chirurgie personnalisée	Logiciel
bras moulé	Neurostar	Customized	Surgery
Liaison époxy amovible	WPI	Kwik-Cast	Surgery
Ciment résine (Super-bond)	Sun medical	Super bond C&B	Surgery
Vis crânienne Stoelting		51457	Chirurgie
Stereotaxic frame	Stoelting	51600
Surgery Manipulateur stéréotaxique	Stoelting	51600	Fixation de la plaque de base

de