Article de méthode

Imagerie calcique en temps réel du cortex préfrontal médian d’une souris à l’aide d’un miniscope

17 juin 2025

Dans cet article

Résumé

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Source : Thapa, R., et. al., Injection virale stéréotaxique et implantation de lentilles à gradient d’indice pour le cerveau profond Imagerie calcique in vivo. J. Vis. Exp. (2021)

La vidéo démontre l’imagerie calcique en temps réel à l’aide d’un miniscope chez une souris transduction, en corrélant l’activité neuronale avec le comportement.

Protocole

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Montage du miniscope et in vivo Ca2+ imagerie (Figure 1)

  1. Montez le miniscope à sa base
    1. Anesthésiez brièvement la souris dans la chambre d’induction (5 % d’isoflurane et 1 L/min de débit d’oxygène). Placez la souris sur une surface de paillasse propre.
    2. Desserrez la vis de blocage à l’aide d’un petit tournevis, retirez le capuchon de protection et nettoyez la surface de la lentille GRIN (lentille à indice dégradé) avec un coton-tige imbibé d’acétone.
    3. Enroulez fermement un ruban PTFE (ruban polytétrafluoroéthylène) autour du fil du miniscope et fixez le miniscope à sa base sur la tête de la souris.
    4. Connectez le miniscope au câble (Figure 2K) et allumez le logiciel NeuView.
    5. Dans NeuView, cliquez sur Hardware, cochez LED1, puis cliquez sur le bouton Stream pour afficher les images en direct (Figure 3A).
    6. Identifiez le meilleur plan focal en ajustant la position du miniscope par rapport à la base, en serrant légèrement ou en desserrant à l’aide d’une pince émoussée.
      REMARQUE : Le meilleur plan focal est déterminé en comparant plusieurs emplacements possibles et en sélectionnant celui avec une visualisation claire de la plupart des corps cellulaires.
    7. Serrez la vis de verrouillage et remettez la souris dans sa cage d’origine.
    8. Dans NeuView, réglez la puissance de la lumière LED au niveau optimal. Cliquez sur Capturer puis Déclencher les boutons pour démarrer l’enregistrement et appuyer sur Arrêter après 150 images.
      NOTE : La puissance la plus faible possible détermine le niveau optimal de puissance de la LED pour obtenir une image suffisamment lumineuse. L’enregistrement d’une courte vidéo a pour but de faciliter l’identification du même plan focal à l’avenir pour l’imagerie répétitive.
    9. Débranchez le câble du miniscope. Laissez la souris récupérer pendant au moins 30 minutes avant de commencer l’expérience.
      REMARQUE : Pour protéger le miniscope, la bouteille d’eau et le fil d’alimentation sont généralement retirés pendant cette courte période de temps. Si la souris a besoin de rester plus longtemps dans sa cage domestique, il est recommandé de fournir du gel diététique disponible dans le commerce (voir Table des matériaux) dans la cage domestique.
  2. Acquisition de données pour in vivo imagerie calcique
    REMARQUE : in vivo, l’imagerie calcique peut être effectuée simultanément avec tous les tests de comportement souhaités par le chercheur. À des fins de démonstration, l’exemple ici est l’imagerie in vivo Ca2+ lors d’un test en champ ouvert. Pour atteindre cet objectif, deux ordinateurs sont nécessaires. Un ordinateur est équipé d’un logiciel commercial (voir Table des matériaux) pour contrôler une caméra afin d’enregistrer automatiquement le comportement de la souris. L’autre ordinateur est équipé de NeuView pour contrôler le miniscope et enregistrer les images Ca2+.
    1. Allumez le logiciel de caméra comportementale (voir Table des matériaux) pour afficher l’arène de comportement de la souris via une fonction de diffusion en direct. Ajustez manuellement la mise au point de l’appareil photo supérieur (Figure 2L).
    2. Sélectionnez Trigger/Strobe et cochez « Enable/disable trigger » (Figure 3B). Cliquez sur le bouton Enregistrer , utilisez Parcourir pour sélectionner l’emplacement où les enregistrements de comportement seront enregistrés, et sélectionnez le format d’image souhaité.
      REMARQUE : La fonction « Trigger Control » est activée pour permettre à l’enregistrement du comportement d’être déclenché par le logiciel NeuView afin que les cadres de comportement et les cadres d’imagerie calcique correspondants soient couplés temporellement ensemble. L’enregistrement du comportement peut être sauvegardé dans n’importe quel format souhaité. L’enregistrement du comportement est généralement enregistré au format JPEG dans le dossier désigné.
    3. Rapprochez la souris de l’arène et connectez le miniscope au câble relié au système d’acquisition de données (Figure 2L) (voir Table des matériaux). La souris est ensuite placée au centre de l’arène.
    4. Avec la fonction Livestream du logiciel NeuView, ajustez la puissance de la LED pour optimiser la luminosité de l’image calcique.
      REMARQUE : Pour l’imagerie calcique, la fréquence d’images d’enregistrement est de 10 images/s par défaut.
    5. Dans NeuView, décochez LED1, cliquez sur Capturer, puis Déclencher pour démarrer l’enregistrement, et appuyez sur Arrêter après 100 images.
      REMARQUE : Il s’agit d’enregistrer des images d’arrière-plan pour environ 100 images avec les lumières LED éteintes.
    6. Dans le logiciel de la caméra comportementale, cliquez sur Démarrer l’enregistrement (Figure 3C). Dans NeuView, cochez LED1, cliquez sur Capture, puis sur les boutons Trigger pour démarrer l’enregistrement. Appuyez sur Arrêtez après 3000 images.
      REMARQUE : Il s’agit d’enregistrer simultanément l’imagerie et le comportement du calcium. Le test en plein champ dure 15 minutes, généralement divisé en trois sessions d’enregistrement de 5 minutes chacune. Il s’agit d’éviter que le miniscope ne surchauffe en raison d’une utilisation continue.
    7. Enregistrez l’imagerie calcique et les enregistrements du comportement dans les dossiers désignés. Répétez l’enregistrement pendant deux sessions supplémentaires tout en enregistrant l’arrière-plan avant chaque session, et sauvegardez tous les enregistrements dans le dossier désigné.

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Résultats

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Figure 1 : Vue d’ensemble schématique de la procédure expérimentale. (A) Injection stéréotaxique du virus dans le mPFC (cortex préfrontal médial). (B) Implantation de la lentille GRIN (Gradient-index lens) da...

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AcetoneSigma-Aldrich179124-1LGRIN nettoyant pour lentilles Logiciel
recodage de comportement (Point Grey FlyCap2)Point GreyPoint Grey Research Blackfly BFLY-PGE-12A2CPour l’enregistrement du comportement
Acquisition de données contrôleurNIDA/IRPConçu sur mesureComposant du système d’acquisition d’images Câble de
transmission de donnéesNIDA/IRPConçu sur mesureComposant du système d’acquisition d’images
Lentille GRINGRINTECHNEM-100-25-10-860-SPour l’implantation de l’objectif GRIN
du miniscopeProtolabsConçu sur mesurePour le montage de la base
Miniscope bras de maintienNIDA/IRPConçu sur mesurePour le montage de la base
Capuchon de protection du miniscopeProtolabsConçu sur mesurePour la protection du miniscope
Contrôleur motoriséThorlabsKMTS50EPour le montage de la base
NeuViewNIDA/IRPhttps://github.com/giovannibarbera/miniscope_v1.0Pour l’imagerie in vivo
Pommade ophtalmiquePuralube Vet PommadeNDC 17033-211-38Bande ophtalmique
en polytétrafluoroéthylène (PTFE) BandePTFE TegaSealA-A-58092Pour la fixation du miniScope à la base
Coton-tige stérilePuritanREF 806-WCPour les deux chirurgies
de Base

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Mots-clés

Lentille gradient d indiceinjection virale st r otaxiqueactivit neuronaleenregistrement comportementalimagerie en temps r elindicateurs de calcium g n tiquement encod sajustement du plan focal

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