Administration intraveineuse d’inhibiteurs des récepteurs pour réduire l’œdème cérébral dans un modèle murin

Résumé

Source : Zeynalov, E. et. al., La perfusion IV continue est la voie de traitement de choix pour le bloqueur des récepteurs de l’arginine-vasopressine Conivaptan chez la souris pour étudier l’œdème cérébral évoqué par un accident vasculaire cérébral. J. Vis. Exp. (2016)

Cette vidéo démontre l’administration intraveineuse d’un antagoniste des récepteurs de l’arginine-vasopressine (AVP) dans un modèle murin. L’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne induit un œdème cérébral. Un antagoniste des récepteurs AVP est administré par un cathéter dans la veine jugulaire gauche, atténuant ainsi l’œdème.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Induction de l’AVC In Vivo

1. : Pré-enduire le filament de résine dentaire avant l’opération.
   1. Coupez un morceau de filament de 12 mm de long à partir d’une suture en nylon 7-0. Mélangez 2 parties de résine avec 1 partie de durcisseur, puis trempez immédiatement la pointe du filament dans le mélange pour couvrir environ 1/3 de la longueur totale. Retirez-le rapidement et vérifiez qu’il est recouvert d’une couche de résine dentaire à surface lisse.
   2. Faites sécher le filament à l’air libre pendant 2 heures avant de l’utiliser.
2. Placez la souris dans une chambre d’induction d’anesthésie (volume de 2 L) et réglez le débit d’isoflurane à 1,5 % dans de l’air ambiant enrichi en oxygène à 25 % à 2 L/min en entrant dans la chambre.
3. Laissez la souris rester dans la chambre d’induction jusqu’à ce qu’elle soit complètement anesthésiée, comme déterminé par l’absence de réponse au pincement de la queue.
4. Placez la souris sur la table d’opération à l’aide d’un tampon chauffant et réglez la concentration d’isoflurane à 1 % pour le maintien de l’anesthésie délivrée spontanément à travers le cône nasal.
5. Coupez les cheveux à l’avant et à l’arrière du cou et vaporisez le cou avec de l’alcool à friction. Appliquez une pommade ophtalmique vétérinaire sur les deux yeux.
6. Pour surveiller en permanence la température corporelle, utilisez une sonde de température rectale connectée à un écran numérique pendant l’opération.
7. Placez la souris en position couchée, appliquez une solution de gommage à 10 % de povidone iodée pour la désinfection, couvrez avec un champ stérile, puis faites une incision médiane le long du cou avec une lame de scalpel chirurgical de taille 10.
8. Ligaturer temporairement l’artère carotide commune gauche (ACC) avec une suture en soie 6.0.
9. Placez une autre attache sur l’artère carotide externe gauche (ECA).
10. Placez un clip microvasculaire sur l’artère carotide interne (ICA).
11. Découpez un petit trou sur l’artère carotide externe avec des ciseaux microvasculaires. Insérez un filament en suture de nylon 7-0 enduit de résine dentaire dans l’ouverture de l’ECA, et avancez-le céphaliquement, tout en retirant le clip, jusqu’à ce qu’une résistance se fasse sentir (environ 5-7 mm du point de bifurcation de l’ECA).
12. Placez une attache temporaire sur l’artère carotide interne pour maintenir le filament en position. Reportez-vous au schéma de la figure 1A. Fermez la peau avec une suture en soie et infiltrez la plaie à l’avant du cou avec 0,2 ml de bupivacaïne à 0,5 %, comme à l’étape 2.6.
13. Laissez la souris se réveiller de l’anesthésie et reprendre conscience dans une chambre de réveil pendant 60 min. Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir une position couchée sternale.
14. Testez la souris pour le score de déficit neurologique (NDS) comme suit : 0 = fonction motrice normale, 1 = flexion du torse et du membre antérieur controlatéral lors du soulèvement de la queue, 2 = cercle vers le côté controlatéral mais posture normale au repos, 3 = penché vers le côté controlatéral au repos, 4 = aucune activité motrice spontanée.
    1. Pour le test NDS, soulevez la souris par la queue et placez-la sur une surface plane pour l’observation (2-3 min). Vous pouvez également observer les souris dans la chambre de récupération. Exclure de l’expérience les souris qui présentent une PDN inférieure à 2 en raison d’une occlusion insuffisante de l’artère carotide moyenne (ACM).
       REMARQUE : La technique de flowmétrie laser Doppler peut être utilisée pour confirmer l’occlusion de l’ACM.
15. Anesthésie à nouveau l’animal après 60 minutes de récupération dans la chambre d’induction comme décrit ci-dessus, stérilise à nouveau l’incision cutanée précédente avec une solution de gommage à 10 % de povidone iodée et rouvre la plaie chirurgicale à l’avant du cou en coupant et en retirant la suture en soie.
16. Pour retirer le filament de l’ECA, effectuez les étapes suivantes :
    1. Placez un clip microvasculaire sur l’ICA. Détachez la suture de l’ICA et tirez le filament vers l’extérieur tout en maintenant le clip ouvert.
    2. Fermez le clip et placez une attache sur l’ECA à proximité de la coupe.
    3. Retirez le clip et la ligature de l’ACC pour rétablir le flux sanguin vers le cerveau. Reportez-vous au schéma de la figure 1B.

2. Installation du cathéter intraveineux (IV) dans la veine jugulaire pour un traitement continu de 48 heures

REMARQUE : Procédez à l’installation du cathéter immédiatement après l’étape 1.16.3 sans réveiller la souris.

1. Utilisez deux tailles différentes de tubulure flexible : insérez la tubulure intérieure (0,94 mm de diamètre extérieur ; pour contenir le médicament perfusé) dans la tubulure extérieure (3,18 mm de diamètre extérieur ; pour protéger la tubulure intérieure).
2. Placez la souris en position couchée, appliquez une solution de gommage à 10 % de povidone iodée pour la désinfection et faites une incision de 1 cm à l’arrière du cou avec une lame de scalpel chirurgical de taille 10. Tournez la souris en position couchée, stérilisez à nouveau l’avant du cou avec une solution de gommage à 10 % de povidone iodée et rouvrez la plaie chirurgicale à l’avant du cou. Creusez le tube sous la peau de l’incision pratiquée à l’arrière vers l’avant du cou, et extériorisez-le de la plaie ouverte de 1 cm.
3. Retirez le tissu adipeux sous-cutané du côté gauche de l’avant du cou à environ 1 cm latéralement de la ligne médiane. Localisez la veine jugulaire gauche, placez deux attaches le long de la veine à 5 mm d’intervalle et étirez légèrement la veine. Faites un petit trou dans la veine jugulaire entre les deux attaches avec des ciseaux microvasculaires ; Insérez l’extrémité de la tubulure intérieure à 5 mm de profondeur caudale (vers le cœur).
4. Fixez le tube avec les deux attaches à la veine jugulaire. Fermez la peau sur le devant du cou avec une suture en soie 3-0. Reportez-vous au schéma, Figure 1C.
5. Fixez la tubulure à la peau à l’arrière du cou à l’aide d’une suture et connectez la tubulure à une pompe IV de micro-perfusion à l’aide d’un pivot. L’émerillon permet aux souris de se déplacer librement à l’intérieur de la cage avec un accès complet à la nourriture et à l’eau.
6. Infiltrer les incisions cutanées à l’avant et à l’arrière du cou avec 0,2 ml de bupivacaïne à 0,5 % pour prévenir la douleur postopératoire.
   REMARQUE : Selon les protocoles spécifiques aux animaux de l’établissement, les animaux peuvent être traités avec des opioïdes, des anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) ou des antibiotiques avant et après l’opération. Cependant, les traitements mentionnés peuvent modifier les résultats de l’AVC ischémique.
7. Laissez l’animal se réveiller dans la chambre de récupération, puis logez-le dans une cage séparée jusqu’à la fin de l’expérience. Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir une position couchée sternale.
8. Réglez le débit de perfusion pour un traitement IV continu de 48 heures de conivaptan (0,14 mg/ml dans du dextrose à 5 %) ou de véhicule à 1,5 ml/kg/h, et commencez la perfusion.
   REMARQUE : La quantité totale de conivaptan infusé par voie intraveineuse doit être d’environ 0,2 mg/souris/jour dans un volume total de 1,44 ml.

Résultats

Figure 1 : Diagramme du modèle expérimental d’AVC, de l’installation du cathéter IV et du volume représentatif de l’infarctus à 48 heures après l’AVC. Position du filament (en bleu) pré-enduit de résine (vert) dans l’artère caro...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Coussin chauffant	K&H Manufacturing Inc	1060
Moniteur de température avec sonde rectale	Physitemp	7029
Bobine de suture en soie, 6-0	Surgical Specialties Corporation	SP114
Suture en soie sur aiguille, 3-0	Ethicon	1684G
Suture en nylon, 7-0	Ethicon	1696G
Résine dentaire polysiloxane avec durcisseur	Heraeus Kulzer	65817930
Pompe IV à microperfusion	Kent Scietific	GT0897
Swivel 22GA	Instech	375/22PS
Tubes de laboratoire, 0,94 x 0,51 mm	Dow Corning	508-002
Tubes de laboratoire, 3,18 x 1,98 mm	Dow Corning	508-009