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Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.
1. Implantation initiale de la tumeur intracrânienne
- Dans la phase initiale de l’étude, injectez par voie intracrânienne à chaque souris 100 000 cellules (lignée cellulaire de gliome murin GL261) en suspension dans 4 μL de solution saline tamponnée au phosphate (1x PBS) à une profondeur de 2,5 mm conformément au rapport précédemment publié.
- Quantifiez le signal tumoral chez chaque souris à l’aide du système d’imagerie in vivo 9 jours après l’implantation de la tumeur.
REMARQUE : Si nécessaire, stratifiez les souris en deux groupes en fonction de la charge tumorale. Dans la présente étude, les deux groupes étaient les suivants : (1) souris avec une charge tumorale relativement faible (signal bioluminescent moyen = 5,5e+006 ± 0,1e+006 photons/s, n = 10) et (2) souris avec une charge tumorale relativement importante (signal bioluminescent moyen = 1,69e+007 ± 0,2e+007 photons/s, n = 10), (p < 0,05, test de Mann-Whitney). - Divisez chaque groupe en deux sous-groupes comparables.
>REMARQUE : Dans cette étude, les deux sous-groupes étaient : des souris non traitées (n = 5) et des souris atteintes de tumeurs subissant une résection chirurgicale à l’aide du MIRS (n = 5), (p > 0,05, test de Mann-Whitney). - À partir du jour de la résection, suivez la progression de la tumeur à l’aide du système d’imagerie in vivo à une fréquence basée sur le modèle de croissance tumorale.
REMARQUE : Pour la lignée cellulaire GL261, suivez la progression de la tumeur le jour de la résection, puis tous les 3 à 6 jours.
2. Résection tumorale à l’aide de MIRS
- Anesthésier la souris à l’aide d’un mélange gazeux d’isoflurane-O2 dans une chambre d’induction ou injection intrapéritonéale d’une solution de xylazine/kétamine.
- Si vous utilisez l’anesthésique gazeux, réglez le débit de gaz à 1,0 ml/min et le vaporisateur à 2,0 % pour l’induction de l’anesthésie, nécessitant généralement 3 à 5 minutes dans la chambre (voir le tableau des matériaux).
- Si vous utilisez l’anesthésique injectable, anesthésiez les souris en injectant 0,2 mL de solution anesthésique (80-100 mg/kg de kétamine et 10-12,5 mg/kg de xylazine, voir le tableau des matériaux) par voie intrapéritonéale.
- Évaluez la sédation adéquate de l’animal en pinçant l’orteil. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour éviter la sécheresse de la cornée. Administrer un analgésique (0,03-0,06 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée) avant l’intervention.
- Placez la souris sur le cadre stéréotaxique (voir le tableau des matériaux) une fois que la sédation complète a été confirmée.
REMARQUE : Si vous utilisez l’anesthésique gazeux, placez le nez de la souris dans un cône nasal où elle continuera à recevoir le mélange d’isoflurane-O2 pendant la procédure (1,5 %). - Retirez l’agrafe précédente, puis épilez les poils soit avec une crème dépilatoire, soit en vous rasant. Désinfectez la peau avec des cycles alternés d’un gommage à base de chlorhexidine/bétadine et d’alcool. Ensuite, à l’aide d’un scalpel stérile, créez une incision longitudinale médiane de 1 cm le long de la cicatrice chirurgicale précédente.
- Fixez la pièce à main MIRS au bras stéréotaxique à l’aide de l’adaptateur de scène/support de pièce à main pour une stabilité et une précision accrues.
- Configurez la machine MIRS (voir la table des matériaux) à l’aide des paramètres suivants (Figure 1).
- Insérez le cordon d’alimentation réglé sur le panneau arrière dans la prise du cordon d’alimentation. Allumez ou éteignez le système en basculant (1 = ON, 0 = OFF).
- Insérez une extrémité du tuyau d’azote (fourni avec la console) dans le raccord mâle situé sur le panneau arrière de la console. Tournez l’écrou de raccordement dans le sens des aiguilles d’une montre pour serrer le raccord.
REMARQUE : L’extrémité opposée du tuyau doit être connectée à l’alimentation en azote. - Avant de fixer le tuyau à l’alimentation en azote, vérifiez que la pression d’alimentation ne dépasse pas 100 psig, ce qui est la pression d’alimentation d’entrée recommandée pour la console.
REMARQUE : La console générera sa propre aspiration lorsqu’elle sera activée par la pédale une fois que l’azote aura été fourni à la console. - Fixez le couvercle de l’orifice de vide et scellez-le pour éviter toute fuite dans le système de vide. Toute fuite dans le système d’aspiration affectera les performances de la console MIRS.
- Si l’aspiration est inférieure à 17 pendant la configuration ou l’amorçage, vérifiez que le bouton d’aspiration à l’avant de la console est réglé au niveau maximum (100), assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite dans le système d’aspiration et confirmez que la pression d’alimentation d’entrée d’azote est correcte.
- Pour connecter la pédale à la console, insérez le connecteur de pédale gris dans son réceptacle gris jusqu’à ce qu’il s’enclenche et s’adapte en position.
REMARQUE : Le connecteur de la pédale se connecte à la console dans une seule orientation et il est verrouillé. - Pour connecter la pièce à main à la console, insérez le connecteur bleu de la pièce à main dans sa prise bleue jusqu’à ce qu’il s’enclenche et s’adapte à la position.
REMARQUE : Le connecteur de la pièce à main se connecte à la console dans une seule orientation et il est verrouillé. - Préparez chaque pièce à main avant d’utiliser le système en aspirant le liquide stérile d’un petit bol dans l’ouverture, à travers le tube et la pièce à main, puis dans la cartouche pour vous assurer que l’intérieur du tube et de la pièce à main est lubrifié pour réduire les occlusions tissulaires.
- Préparez-vous à l’aspiration seule ou à l’aspiration avec coupe en sélectionnant le mode approprié sur le panneau avant de la console. Initier à l’aide de la pédale.
- Insérez la canule MIRS 23 G dans le trou de la fraise à une profondeur de 2,5 mm.
- Lancez le processus de résection en appuyant sur la pédale reliée à la canule. Effectuez un cycle complet (360°) ou plus de résection à l’aide du bouton de commande situé dans la pièce à main.
REMARQUE : Plus il y a de cycles effectués, plus le volume de tissu tumoral réséqué est important. - Une fois le processus de résection terminé, retirez la canule MIRS 23 G du trou de bavure et utilisez 5 ml de 1x PBS pour rincer le tube et déloger tout débris résiduel.
- Retirez la souris du cadre stéréotaxique et fermez la plaie à l’aide d’une agrafeuse ou d’un matériau de suture 4-0 (voir Tableau des matériaux).
- Placez la souris sur un coussin chauffant ou sous une lumière chauffante pendant la récupération de l’anesthésie avant de la remettre dans sa cage.
- Une fois l’expérience terminée, purgez la canule par rinçage. Alternez avec du milieu réfrigéré et de l’air pour « repousser » tout le tissu réséqué vers le bidon de collecte. Retirez le bidon de collecte du système et fermez le capuchon avec le capuchon fourni.
- Après avoir terminé l’étape 2.12, placez l’extrémité distale de la canule dans 3 %H 2O2 et appliquez une aspiration à 24-25 in Hg pour remplir la conduite d’aspiration jusqu’à la cartouche de collecte d’aspiration et laissez reposer pendant 60-90 s. Rincer avec un milieu stérile pulsant de l’air et des supports par intermittence.
- Surveillez les souris pour détecter tout signe neurologique (mouvements anormaux et erratiques ou convulsions) après la procédure.
