Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Transplantation des cellules germinales et de tissus testiculaire xénogreffe chez la souris

29.9K vues

⸱

DOI :

10.3791/3545

⸱

6 février 2012

 ,  , 
1Department of Comparative Biology and Experimental Medicine, University of Calgary

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Protocoles pour la transplantation de cellules germinales et xénogreffe de tissus testiculaires sont décrits. Les résultats des cellules germinales de transplantation dans les pays donateurs dérivé spermatogenèse dans les testicules bénéficiaires et représente un test fonctionnel pour la reconstitution d'identification des cellules souches des spermatogonies (SSC). Tissu testiculaire xénogreffe reproduit le développement des testicules et de la spermatogenèse des espèces des différents donateurs dans les souris receveuses.

Résumé

La transplantation des cellules germinales a été développé par le Dr Ralph Brinster et ses collègues de l'Université de Pennsylvanie en 1994 1,2. Ces études avant-gardistes ont montré que la micro-injection de cellules germinales des souris donneuses fertiles dans les tubules séminifères des souris receveuses infertiles résultats dans les pays donateurs dérivé spermatogenèse et la production de spermatozoïdes par l'animal 2 destinataire. L'utilisation de mâles donneurs transportant des l'identification gène bactérien β-galactosidase a permis de donneur-dérivée spermatogenèse et la transmission de l'haplotype des bailleurs de fonds à la descendance par 1 animaux receveurs. Étonnamment, après la transplantation dans la lumière des tubes séminifères, les cellules germinales transplantés ont pu se déplacer à partir du compartiment luminal de la membrane sous-sol où se trouvent les spermatogonies 3. Il est généralement admis que seuls les SSC sont capables de coloniser la niche et de rétablir la spermatogenèse dans les testicules bénéficiaires. Par conséquent les cellules germinales,la transplantation offre une approche fonctionnelle pour étudier la niche de cellules souches dans les testicules et de caractériser les cellules souches putatives spermatogonies. À ce jour, la transplantation de cellules germinales est utilisée pour élucider la biologie des cellules souches de base, pour produire des animaux transgéniques par manipulation génétique des cellules germinales avant la transplantation 4,5, pour étudier l'interaction cellules de Sertoli cellules germinales 6,7, SSC homing et de la colonisation 3, 8, ainsi que la SSC auto-renouvellement et la différenciation 9,10.

Une transplantation de cellules germinales est également possible dans les grandes espèces 11. Dans ces derniers, les principales applications sont la préservation de la fertilité, la diffusion de la génétique d'élite dans les populations animales, et la génération d'animaux transgéniques comme l'étude de la spermatogenèse et la biologie de la SSC avec cette technique est logistiquement plus difficile et plus coûteux que chez les rongeurs. La transplantation de cellules germinales à partir de grandes espèces dans les tubes séminifères des souris entraîne dans colonization de cellules du donneur et l'expansion des spermatogonies, mais pas dans leur différenciation complète sans doute en raison de l'incompatibilité du compartiment receveur de cellules somatiques avec des cellules germinales à partir de 12 espèces phylogénétiquement éloignées. Une approche alternative est la transplantation de cellules germinales à partir de grandes espèces avec leur compartiment somatique environnant. Nous avons d'abord rapporté en 2002, que de petits fragments de tissu testiculaire des mâles immatures transplantées sous la peau dorsale de souris immunodéficientes sont capables de survivre et connaître un développement complet de la production de sperme fertilisation compétente 13. Depuis lors, tissu testiculaire xénogreffe a été démontré que pour réussir dans de nombreuses espèces et a émergé comme une alternative intéressante à étudier le développement testiculaire et la spermatogenèse des animaux de grande taille chez la souris 14.

Protocole

PARTIE A. transplantation de cellules germinales chez la souris

1. Préparation de la souris receveuses

  1. Les bénéficiaires devraient être immunologiquement tolérantes (soit génétiquement identiques à celles des donateurs ou des immuno-déficients) pour les cellules testiculaires des donateurs.
  2. Les bénéficiaires devraient être soit naturellement dépourvue de la spermatogenèse (par exemple W / W v souris) ou appauvri des cellules germinales endogènes. L'épuisement des cellules germinales peut être obtenue par irradiation ou médicaments chimiothérapeutiques tels que le busulfan. Dans ce protocole, nous décrivons la méthode de préparation de souris receveuses avec busulfan.
  3. Traiter les bénéficiaires à 4-6 semaine de l'âge grâce à l'injection ip de busulfan. La dose optimale de busulfan est la souche dépendante. Dans les souches de bénéficiaires couramment utilisés, une dose de 40-50 mg / kg est suffisante pour épuiser les cellules germinales endogènes (par exemple 44 mg / kg pour les souris nude, 50 mg / kg pour les bénéficiaires B6/129 F1).
  4. Dissoudre la poudre dans le DMSO busulfan puis ajoutez un volume égal d'eau distillée stérile to faire une concentration finale de 4 mg / ml. Conserver la solution chaude à 35-40 ° C avant utilisation pour éviter la précipitation du busulfan. Jeter la solution si on observe une précipitation.
  5. Après traitement par le busulfan, permettent au moins un mois avant d'utiliser les bénéficiaires. Les destinataires peuvent être utilisés entre 1 mois et 3 mois post-traitement busulfan.

2. Préparation de pipettes microinjection

  1. Choisissez pipettes en verre borosilicate (tubes capillaires) avec un diamètre de 1,0 mm extérieure, une 0,75 mm de diamètre intérieure, et une longueur de 3 pouces.
  2. Siliconize pipettes en verre avec Sigmacote, rincer les pipettes avec du méthanol et sécher.
  3. Tirez sur les pipettes en utilisant un extracteur de pipette. Différentes machines extracteur pipettes ont des réglages différents, donc, de tester quelques réglages. En règle générale, un cadre similaire à celui utilisé pour la fabrication de pipettes énucléation peuvent travailler.
  4. Cassez les pointes de pipette sous le microscope de dissection avant de l'utiliser pour atteindre un diamètre d'environ 50 pmà la pointe.

3. Préparation de cellules du donneur pour une transplantation

  1. Choise de souche donneuse est tributaire de la question expérimental étudié. Si la quantification de la spermatogenèse est utilisé comme critère d'évaluation, l'utilisation de bailleurs de fonds avec un marqueur facilement identifiable génétique comme Lac-Z (par exemple B6.129S7-Gt (ROSA) 26Sor / J auprès de Jackson Laboratory) ou GFP (par exemple C57BL/6-Tg ( ACG-EGFP) 1Osb / J auprès de Jackson Laboratory).
  2. Préparer 7 ml de collagénase dans du DMEM à 1 ml mg / ml, 4 ml de trypsine-EDTA (0,25% plus la trypsine EDTA 1 mM), et 2 de DNase dans du DMEM à 7 mg / ml. Ce montant est à la digestion des 2 testicules de souris donateurs.
  3. Recueillir les testicules de façon aseptique et enlever la tunique albuginée. Étendre tubes séminifères doucement avec des pinces fines pour faciliter la digestion enzymatique.
  4. Tubules de transfert dans la collagénase, incuber à 37 ° C pendant 5-10 min, et agiter fréquemment.
  5. Laver deux fois par la filature tubules (200-300 g pendant 3 min) et re-mise en suspension dans du PBS w / o Ca 2 + +
  6. Re-suspendre tubules dans la trypsine-EDTA et agiter jusqu'à ce qu'ils deviennent collantes et nuageux. Surveiller la digestion des tubules à 37 ° C, car elle devrait se produire au sein de 1-2 min.
  7. Ajouter DNase et bien agiter. Incuber pendant 1-2 min.
  8. Ajouter 3 ml de FBS pour arrêter l'action des enzymes.
  9. Suspension cellulaire filtre en utilisant un filet de nylon avec la taille des pores 40-70 um pour éliminer les cellules / tissus morceaux.
  10. Recueillir les cellules à 600 g pendant 5 min et remettre en suspension les cellules dans une petite quantité de DMEM (<100 pi).
  11. Compter les cellules et ajuster le volume à une concentration finale désirée (habituellement 100 x 10 6). Conserver la suspension cellulaire sur la glace avant de les utiliser.
  12. Chaque testicule de souris traitées par le busulfan sera rempli avec seulement 10-15 pi de suspension cellulaire. En raison de déchets potentiels et les fuites, visent à avoir 30-50 pi par les testicules.

4. Procédure de transplantation (Figure 1)

  1. Anesthésiez bénéficiaires suivant des protocoles approuvés.
  2. Placer dans dorsaledécubitus et chirurgicalement préparer la zone abdominale. Faire un ~ 1cm ligne médiane incision abdominale pour exposer la paroi abdominale. Soulevez la paroi abdominale à l'aide de petites pinces sur le point de la ligne blanche pour éviter de blesser les organes abdominaux, et de procéder à une incision ~ 0,5 cm sur la ligne médiane de la paroi abdominale pour exposer la cavité péritonéale.
  3. Utilisez un pince iris pour maintenir la paroi abdominale, et d'utiliser une autre paire de pince à iris pour rechercher les coussinets adipeux attachées à l'épididyme et les testicules dans la cavité péritonéale. Tirez doucement sur le coussinet adipeux jusqu'à ce que le testicule est extériorisé et l'artère testiculaire et de l'épididyme sont clairement visibles. Les travaux sur un testicule à la fois.
  4. Placez un drap mince stérile fabriqué à partir de fiches autoclave sous le coussinet adipeux / testicules pour une identification visuelle de mieux (en option). Le drapé travaille également à absorber de fluide.
  5. Ajouter une goutte de colorant bleu trypan dans la suspension cellulaire et soigneuse au chargement de la suspension cellulaire dans le polyéthytubulure lène connecté à une seringue de 1 ml. Fixez la pipette tiré dans la tubulure et lentement forcer la suspension de cellules dans la pipette en appliquant une pression à la seringue.
  6. Identifier les canaux efférents (qui relient les testicules à l'épididyme) et retirez délicatement le tissu adipeux autour des conduits. Travailler avec soin que les conduits et la membrane qui les entourent sont translucides.
  7. Insérez soigneusement la pipette dans un conduit dans le faisceau de canaux efférents, doucement enfiler quelques mm vers le testicule.
  8. Tout en évitant déplaçant la pipette d'injection, atteindre pour la seringue, doucement appuyez sur le piston de la seringue afin de s'assurer que la suspension se jette dans le rete testis et de tubes séminifères commencent à se remplir.
  9. Le débit d'injection et le débit de la suspension cellulaire est régulée par la pression du pouce. Évitez augmentation soudaine de la pression, de surveiller le mouvement de la suspension dans les tubules.
  10. Arrêtez l'injection lorsque presque tous les tubes de surface ont été remplis avant le testicule commence à becenez ischémique.
  11. Retour du testicule à la cavité abdominale. Répéter la procédure sur le testicule controlatéral. Suturer la paroi abdominale avec suture de soie 6-0 et fermer la peau avec des pinces métalliques plaies. Surveiller souris sur un coussin chauffant jusqu'à la guérison complète.

5. L'analyse des testicules bénéficiaires

  1. Laisser 2-4 mois après la transplantation avant l'analyse.
  2. Euthanasier la souris bénéficiaire selon les soins aux animaux et les lignes directrices d'utilisation et de recueillir le testicule et l'épididyme dans le PBS. Quand une souche Lac-Z donateurs transgénique a été utilisé, l'épididyme peut être utilisé comme un contrôle coloration positive car elle a endogène bêta-galactosidase.
  3. Pour la détection de cellules du donneur par Lac-Z coloration, fixer le testicule pendant 1-2 heures à 4 ° C dans du paraformaldéhyde 4% (PFA) dans du PBS. Rincer 3 x 30 min à température ambiante dans lacZ tampon de rinçage.
  4. Incuber une nuit à 37 ° C dans une solution de coloration lacZ. Testicules peut être teinté dans son ensemble ou après la dispersionles tubules.
  5. Fixez et gardez dans 10% du formol tamponné neutre. Si des sections est nécessaire, utiliser le rouge neutre vite que la contre-coloration.

PARTIE B. ectopique xénogreffe chez la souris

(De Dobrinski et Rathi 2008 15, et Rodriguez-Sosa et al. 2011 16).

1. Collection de tissus de donneurs

  1. Obtenir tissu testiculaire par la castration ou la biopsie d'un mâle donneur.
  2. Place du testicule dans du PBS ou des biopsies dans un milieu de culture, le maintien des conditions stériles.
  3. Gardez le tissu prélevé sur la glace et le transport au laboratoire.

2. Préparation de tissu du donneur

  1. D'assumer dans le hotte culture de tissus pour maintenir la stérilité.
  2. Laver chaque testicule dans les antibiotiques PBS glacées contenant deux à trois fois avant le transfert dans une culture-plat avec du PBS. Dans le cas de biopsies, se laver les fragments de testicules de deux à trois fois avec de la glace froide medi la cultureum contenant des antibiotiques par centrifugation à 150g pendant 2 min et remise en suspension dans un milieu de culture frais glacée.
  3. Pour testicules intacts, retirez tunique vaginale en faisant une incision le long de la surface et extruder les testicules. Retirer du testicule toutes les structures annexes (cordon spermatique, l'épididyme, du tissu conjonctif). Laver les testicules fois dans du PBS froid et le transfert dans une culture-plat avec du PBS.
  4. Retirez délicatement la tunique albuginée du testicule à l'aide d'un scalpel et une paire de ciseaux. Si le testicule est très petite, la tunique peut être éliminé par serrant le tissu testiculaire étoiles sur la tunique par une petite incision faite sur une extrémité tout en tenant la tunique avec une paire de forceps petites sur l'autre extrémité.
  5. En fonction de la taille de la testicule ou l'autre le tissu testicule son ensemble peut être coupé en petits morceaux de autour de 1 - 2 mm 3 dans la taille en utilisant une pince incurvées et d'une lame de scalpel, ou des morceaux de grandes de tissu testiculaire peut d'abord être retiré de la testicule et puis coupé en petitspièces. Tout cela doit être fait en milieu de culture glacée et dans des conditions stériles dans une boîte de culture petite (60 x15 mm).
  6. Transfert des fragments de tissus préparés au milieu de culture glacée dans de petits plats de la culture des sur la glace jusqu'à la greffe.

3. La castration du destinataire de la souris

  1. Anesthésiez la souris comme ci-dessus et de préparer champ opératoire stérile par clipsage les cheveux (pas nécessaire chez la souris nude), en essuyant avec de l'éthanol 70% et une solution de Betadine.
  2. Faire une incision de 0,5 à 1 cm ventral cutanée médiane pour exposer la paroi abdominale.
  3. Dégager prudemment le testicule, l'artère testiculaire et de l'épididyme, comme décrit dans Partie A, 4.2 à 4.3.
  4. Détacher la queue de l'épididyme de les le gubernaculum par dissection.
  5. Ligaturer l'artère testiculaire, et les canaux déférents avec le vaisseau sanguin avec de la soie, et la section des structures ligaturés en coupant entre les testicules et la ligature.
  6. Répétez la procédure pour le secotesticule nd.
  7. Suturer la paroi abdominale avec un ou deux points de suture chirurgicaux.
  8. Fermer l'incision cutanée avec des clips de Michel un ou deux.

4. Ectopique xénogreffe

  1. Placez la souris en décubitus ventral et préparer un champ opératoire stérile sur son dos comme ci-dessus.
  2. Selon le nombre de greffons sont à être inséré (généralement 4-8/mouse), faire des ~ 0,5 cm incisions cutanées de longues sur chaque côté de la ligne mi de l'arrière de la souris.
  3. Utilisez une pince pour maintenir une frontière de l'incision de la peau, et de faire une cavité sous-cutanée par décomposant le tissu conjonctif à l'aide de ciseaux.
  4. Utilisation de une lieu l'iris pince un morceau de tissu testiculaire profondément dans la cavité sous-cutanée, de maintien de la frontière de l'incision de la peau avec un autre pince l'iris.
  5. Fermer l'incision cutanée avec un clip de Michel et de garder la souris sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu'il commence à se remettre de l'anesthésie.
  6. Transfert de la souris dans une cage avec une isolation supplémentaire et cover et moniteur jusqu'à ce que les souris sont entièrement recouvrés.

5. Collection de xénogreffes testicules pour l'analyse et la récolte de sperme

  1. Euthanasier la souris hôte selon les soins aux animaux et les lignes directrices d'utilisation, et faire une incision cutanée médiane sur la peau du dos allant de la queue au cou et de la peau ouverte. Cette situation expose les greffes qui peuvent être situés soit sur le tissu sous-cutané ou attaché à la peau.
  2. Retirez délicatement les greffes utilisant une pince paire et une paire de ciseaux.
  3. Un nombre record de greffes récupéré, la taille et le poids des greffes individuels.
  4. Récupérer les vésicules séminales de l'abdomen de la souris et enregistrer leur poids comme une indication de la production de testostérone par le tissu greffé.
  5. Pour une analyse histologique
    1. Suspendre xénogreffes dans le flacon d'échantillon contenant une solution de Bouin (ou un autre fixateur) dans un volume ~ de 10x celle de la xénogreffe, et le flacon étiquette appropriée.
    2. Incuberpendant une nuit dans le réfrigérateur suivie d'un lavage au moins 3 fois dans de l'éthanol 70% à des intervalles de 24 heures de préférence.
    3. Procéder pour le traitement et l'incorporation dans la paraffine.
  6. Pour la récolte de sperme
    1. Laver xénogreffes en les faisant tourner vers le bas à 300g pendant 1 min et les remettre en suspension dans du milieu de culture contenant des antibiotiques.
    2. Couper en petits morceaux greffes et émincer soigneusement avec des forceps dans une boîte de culture de tissu contenant de 3 à 5 ml de milieu de culture.
    3. Filtre tissu haché à travers le tamis 40 um cellule.

Résultats partie représentative C.

1. La transplantation des cellules germinales

Si la suspension des bailleurs de fonds transplanté des cellules contient des cellules souches des spermatogonies portant un marqueur génétique comme le transgène LacZ, la colonisation de la SSC donateurs dans les testicules bénéficiaires peuvent être visualisés par coloration X-gal comme distinctifs segments bleus de la seminiferous tubules après 2-3 mois post-transplantation 3 (figure 2A). Une colonie bien établie devrait avoir une longue étendue de segments bleu foncé complètement remplis avec deux ou plusieurs couches de cellules bleues près du centre et les régions colorées relativement plus faibles aux deux extrémités, où un réseau de simple, jumelé ou en petits groupes de cellules bleues est évident 3 (figure 2B). Une section transversale de la région bleu foncé tube séminifère devrait révéler bien établie et bien organisée spermatogenèse avec les cellules germinales bleus à divers stades de différenciation (figure 2C).

2. Tissu testiculaire xénogreffe

La viabilité de tissu testiculaire après la transplantation est inversement corrélée avec le stade de développement du donneur; le meilleur résultat est obtenu lorsque le tissu de nouveau-nés mâles est utilisée, tandis que les tissus des adultes montre une forte tendance à dégénérer et mourir 17-21. En règle générale, le succès diminue à mesure que xénogreffe tissu du donneur subit moiiosis de la première vague de la spermatogenèse. Temps à l'épanouissement de tissu du donneur immature et la spermatogenèse complète est spécifique à l'espèce, et souvent un peu plus courte en comparaison avec les testicules in situ. Le nombre de tubes séminifères avec spermatogenèse complète est variable selon les espèces. Alors que chez les ovins, les caprins et les porcs que Numéro de la est supérieure à 50%, chez les bovins et les chats elle est inférieure à 15% 14 (Figure 3).

Figure 1
Figure 1. Procédure de transplantation des cellules germinales. Place bénéficiaires en décubitus dorsal après l'anesthésie et faire un ~ 0,4 pouces incision abdominale médiane (A). Exposer testicule en retirant le coussinet adipeux attaché à l'épididyme et des testicules et de placer un drap mince stérile sous le coussinet adipeux / testicules pour une identification visuelle de mieux (B). Placez le testicule et l'épididyme de sorte que les canaux efférents enterrés dans le coussinet adipeux sont perceptibles (C, D, E). Identité dont les canaux efférents et retirez délicatement le tissu adipeux autour des conduits. Un morceau de papier de couleur ou de matière plastique peut être placé au-dessous des conduits pour une meilleure visualisation (G). Break ou de meuler le la pointe de pipette selon l'une la taille de les conduits et la suspension cellule de pesage dans la pipette (H). Insérez soigneusement la pipette dans un conduit dans le faisceau de canaux efférents, doucement enfiler quelques mm vers le testicule (la flèche en H indique la direction de la pipette d'injection et le filetage). Un testicule avec injection réussie dans les tubules séminifères est montré (I). Ts: Testicule; Ep: l'épididyme.

Figure 2
Figure 2. Les résultats représentatifs pour la transplantation de cellules germinales A) Un testicule injectés colorées avec X-gal. Les segments bleus des tubes séminifères représentent les colonies établies à partir de SSC donateurs transgéniques (LacZ transgène). B) Plus fort grossissement d'une colonie de la SSC à 3 mois post-transplantation. The région bleu foncé au centre, représente la spermatogenèse complète et les régions bleu pâle aux extrémités représentent l'extension croissante de la colonie. C) Une coupe histologique du tube bleu foncé séminifères (3 mois post-transplantation) montre la spermatogenèse bien organisé. Barres d'échelle dans B et C sont de 200 um et 30 um, respectivement. (Les chiffres adaptés à partir de cellules Annu Rev Dev Biol 2008;. 24:263-86 et Biol Reprod 1999 Jun;. 60 (6) :1429-36).

Figure 3
Figure 3. Ectopique xénogreffe de tissu testiculaire immature de gros animaux dans des souris immunodéficientes. Fragments de testicules immatures donateurs (~ 1 mm 3) transplantés sous la peau dorsale de souris immunodéficientes (A) sont capables de survivre et de répondre aux gonadotrophines souris. En conséquence, tissu testiculaire subit de développement complet, y compris la formation du sperme fertilisation compétente (B). Une fois xénogreffes testicules sont collectées (C)ils peuvent être utilisés pour l'analyse ou d'obtenir du sperme (D) pour l'ICSI (E) et de production des embryons (F). Bars égales 50 um (B, E et F) ou 10 uM (D). (Mise à jour de Rodriguez-Sosa et Dobrinksi 2009 14).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

1. La transplantation des cellules germinales

La transplantation des cellules germinales fournit le test ne fonctionne que pour la confirmation sans équivoque de la présence de cellules souches des spermatogonies (SSC) dans une population cellulaire. SSC Seuls peuvent abrite et de coloniser la niche de la SSC à la membrane basale et d'initier des donateurs dérivé spermatogenèse. Germe de la transplantation de cellules ont permis d'étudier et de manipuler des SSC d'une manière sans ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Pas de conflits d'intérêt déclarés.

Remerciements

Travail du laboratoire auteurs a été pris en charge par l'USDA / CSREES / NRICGP (2007-35203-18213); NIH / NCRR (2 R01 RR17359-06), NIH / NIEHS (1 R21 ES014856-01A2) et de l'Alberta innove - Solutions en santé.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Nom du réactif Entreprise Numéro de catalogue
Collagénase (type IV) Sigma C5138
Trypsine-EDTA Invitrogen 25200-056
DNaseI Sigma DN25
DMEM Invitrogen 31053-028
Trypan bleuissement Invitrogen 15250-061
Nylon filtre maille BD Biosciences 352340 (40 um)
352350 (70μm)
Le busulfan Sigma B2635
Thin-mur de verre capillaires Instrument de précision du monde TW 100-3
Tube BD plyethylene intramedic (PE100) BD CA-63018-725
Suture Ethicon soie 6-0 Ethicon 706G
Clips des plaies BD 427631
Sigmacote Sigma SL2
X-gal Sigma B4252
Ferrocyanure de Potassium Sigma P9387
Ferricyanure de potassium Sigma P3667
chlorure de magnésium Sigma 208337
désoxycholate de sodium Sigma D6750
Le N, N-Diméthylformamide Sigma D4551
Igepal CA-630 Sigma 18896

Références

  1. Brinster, R. L., Avarbock, M. R. Germline transmission of donor haplotype following spermatogonial transplantation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (24), 11303-11303 (1994).
  2. Brinster, R. L., Zimmermann, J. W. Spermatogenesis following male germ-cell transplantation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91 (24), 11298-11298 (1994).
  3. Nagano, M., Avarbock, M. R., Brinster, R. L. Pattern and kinetics of mouse donor spermatogonial stem cell colonization in recipient testes. Biology of Reproduction. 60 (6), 1429-1429 (1999).
  4. Nagano, M., Brinster, C. J., Orwig, K. E. Transgenic mice produced by retroviral transduction of male germ-line stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (23), 13090-13090 (2001).
  5. Ryu, B. Y., Orwig, K. E., Oatley, J. M. Efficient generation of transgenic rats through the male germline using lentiviral transduction and transplantation of spermatogonial stem cells. Journal of Andrology. 28 (2), 353-353 (2007).
  6. Hess, R. A., Cooke, P. S., Hofmann, M. C. Mechanistic insights into the regulation of the spermatogonial stem cell niche. Cell Cycle. 5 (11), 1164-1164 (2006).
  7. Oatley, M. J., Racicot, K. E., Oatley, J. M. Sertoli cells dictate spermatogonial stem cell niches in the mouse testis. Biology of Reproduction. 84 (4), 639-639 (2011).
  8. Nagano, M. C. Homing efficiency and proliferation kinetics of male germ line stem cells following transplantation in mice. Biology of Reproduction. 69 (2), 701-701 (2003).
  9. Kubota, H., Avarbock, M. R., Brinster, R. L. Growth factors essential for self-renewal and expansion of mouse spermatogonial stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (47), 16489-16489 (2004).
  10. Oatley, J. M., Avarbock, M. R., Telaranta, A. I. Identifying genes important for spermatogonial stem cell self-renewal and survival. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (25), 9524-9524 (2006).
  11. Dobrinski, I. Germ cell transplantation and testis tissue xenografting in domestic animals. Animal Reproduction Science. 89 (1-4), 137-137 (2005).
  12. Dobrinski, I., Avarbock, M. R., Brinster, R. L. Transplantation of germ cells from rabbits and dogs into mouse testes. Biology of Reproduction. 61 (5), 1331-1331 (1999).
  13. Honaramooz, A., Snedaker, A., Boiani, M. Sperm from neonatal mammalian testes grafted in mice. Nature. 418 (6899), 778-778 (2002).
  14. Rodriguez-Sosa, J. R., Dobrinski, I. Recent developments in testis tissue xenografting. Reproduction. 138 (2), 187-187 (2009).
  15. Dobrinski, I., Rathi, R. Ectopic grafting of mammalian testis tissue into mouse hosts. Methods in Molecular Biology. 139, Clifton, N.J. 450-450 (2008).
  16. Rodriguez-Sosa, J. R., Schlatt, S., Dobrinski, I. Testicular tissue transplantation for fertility preservation. Fertility Preservation: Emerging Technologies and Clinical Applications. Seli, E., Agarwal, A. , Springer. New York, NY. 331-331 (2011).
  17. Rathi, R., Honaramooz, A., Zeng, W. Germ cell fate and seminiferous tubule development in bovine testis xenografts. Reproduction. 130 (6), 923-923 (2005).
  18. Rathi, R., Honaramooz, A., Zeng, W. Germ cell development in equine testis tissue xenografted into mice. Reproduction. 131 (6), 1091-1091 (2006).
  19. Kim, Y., Selvaraj, V., Pukazhenthi, B. Effect of donor age on success of spermatogenesis in feline testis xenografts. Reproduction, Fertility, and Development. 19 (7), 869-869 (2007).
  20. Arregui, L., Rathi, R., Zeng, W. Xenografting of adult mammalian testis tissue. Animal Reproduction Science. 106 (1-2), 65-65 (2008).
  21. Schlatt, S., Honaramooz, A., Ehmcke, J. Limited survival of adult human testicular tissue as ectopic xenograft. Human Reproduction. 21 (2), 384-384 (2006).
  22. Shinohara, T., Avarbock, M. R., Brinster, R. L. beta1- and alpha6-integrin are surface markers on mouse spermatogonial stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96 (10), 5504-5504 (1999).
  23. Kanatsu-Shinohara, M., Toyokuni, S., Shinohara, T. CD9 is a surface marker on mouse and rat male germline stem cells. Biology of Reproduction. 70 (1), 70-70 (2004).
  24. Ryu, B. Y., Orwig, K. E., Oatley, J. M. Effects of aging and niche microenvironment on spermatogonial stem cell self-renewal. Stem Cells. 24 (6), 1505-1505 (2006).
  25. Costoya, J. A., Hobbs, R. M., Barna, M. Essential role of Plzf in maintenance of spermatogonial stem cells. Nature Genetics. 36 (6), 653-653 (2004).
  26. Morrow, C. M., Hostetler, C. E., Griswold, M. D. ETV5 is required for continuous spermatogenesis in adult mice and may mediate blood testes barrier function and testicular immune privilege. Annals of the New York Academy of Sciences. 1120, 144-144 (2007).
  27. Zeng, W., Snedaker, A. K., Megee, S. Preservation and transplantation of porcine testis tissue. Reproduction, Fertility and Development. 21 (3), 489-489 (2009).
  28. Jahnukainen, K., Ehmcke, J., Hergenrother, S. D. Effect of cold storage and cryopreservation of immature non-human primate testicular tissue on spermatogonial stem cell potential in xenografts. Human Reproduction. 22 (4), 1060-1060 (2007).
  29. Rathi, R., Zeng, W., Megee, S. Maturation of testicular tissue from infant monkeys after xenografting into mice. Endocrinology. 149 (10), 5288-5288 (2008).
  30. Honaramooz, A., Li, M. W., Penedo, M. C. Accelerated maturation of primate testis by xenografting into mice. Biology of Reproduction. 70 (5), 1500-1500 (2004).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Cellules souches spermatogonialescellules germinales du donneursouris receveusetubes séminifèrescanaux efférentssouris immunodéficientepréparation de fragments tissulairestransplantation chirurgicale
Transplantation des cellules germinales et de tissus testiculaire xénogreffe chez la souris
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.