Murin col de l'utérus Cœur, la transplantation en utilisant une technique de modification de manchette

Résumé

Le modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus de souris est bien adapté pour immunologique ainsi que des études de lésions d'ischémie reperfusion. Nous avons modifié la procédure en utilisant une technique de manchette non-suture et effectué plus de 1.000 transplantations réussies avec cette approche.

Ici, nous fournissons des détails supplémentaires de cette technique pour compléter la vidéo.

Résumé

Des modèles de souris sont d'un intérêt particulier dans la recherche depuis une grande variété d'anticorps monoclonaux et définis dans le commerce consanguine et souches de finale sont disponibles pour effectuer mécaniste des études in vivo. Alors que les modèles de transplantation cardiaque en utilisant une technique de suture ont été développés avec succès chez le rat, la traduction dans la tout aussi répandue équivalent murin utilisé n'a jamais été atteint en raison de la complexité technique de la procédure microchirurgicale. En revanche, les techniques non-suture boutons de manchette, également développé initialement chez le rat, ont été adaptés avec succès pour une utilisation chez les souris ^1-3. Cette technique de revascularisation comporte deux grandes étapes I) éversantes le navire bénéficiaire sur une manchette de polyéthylène; II) en tirant le navire donneur sur le navire bénéficiaire anciennement retournée et le maintenir en place avec une cravate périphérique. Ceci assure une continuité de la couche endothéliale, de courte durée de fonctionnement et les taux de perméabilité très élevée ^4. t "> Grâce à cette technique pour l'anastomose vasculaire nous avons joué plus de 1000 transplantations cardiaques col de l'utérus avec un taux de réussite global de 95%. Pour l'apport artériel de l'artère carotide commune et la crosse de l'aorte proximale ont été anastomosée résultant en une perfusion rétrograde de la greffe du coeur. Pour le drainage veineux de l'artère pulmonaire de la greffe a été anastomosée avec la veine jugulaire externe du destinataire ^5.

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Introduction

La transplantation cardiaque représente le traitement de choix pour les patients atteints de différentes maladies cardiaques en phase terminale. Les progrès des techniques chirurgicales, la prophylaxie des infections plus efficace, et de nouveaux traitements immunosuppresseurs ont donné lieu à une amélioration des résultats nettement de la transplantation d'organes ^6. Cependant, la survie du greffon à long terme ne s'est pas améliorée avec rigueur au cours des dernières années ^7. Le rejet chronique, caractérisé par l'artériosclérose de greffe continue d'être un obstacle majeur à long terme la survie du greffon ^8-11.

Le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris fournit un outil important et valable pour l'analyse de mécanisme immunologique pendant aiguë ainsi que le rejet chronique ^12-15.

A ce jour le modèle de la transplantation est le plus souvent encore la transplantation cardiaque abdominale de la souris en utilisant la technique de suture. L'aorte ascendante du cœur du donneur est anastomosé à l'unaorte bdominal et l'artère pulmonaire est anastomosée à la veine cave inférieure du receveur. Une grande partie de la difficulté de microchirurgie du modèle de fil de suture est basée sur la taille réduite des vaisseaux, qui sont suturées ^16,17.

Contrairement au modèle de fil de suture est placé au coeur de la région de col du récipient où la veine jugulaire externe est anastomosé à l'artère pulmonaire et l'artère carotide commune de l'aorte du donneur.

La raison de l'évolution du modèle de transplantation cardiaque col de l'utérus en utilisant la technique du brassard était d'avoir un modèle animal, ce qui permet d'atteindre des taux de réussite élevés avec des compétences de base de microchirurgie qui permettront une large application de ce modèle. Les principaux avantages de cette méthode sont l'anastomose se produit significativement moins de complications telles que hémorragie et de thrombose liée par rapport au modèle de fil de suture ^18.

Protocole

Les animaux sont logés dans une usine sans barrière de l'agent pathogène. Tous les animaux reçoivent des soins humaine en conformité avec les «directeurs de laboratoire de protection des animaux" formulées par la Société nationale pour la recherche médicale »et le« Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire »préparé par l'Académie nationale des sciences et publiées par le National Institutes of Health (NIH Publication no. 86-23, révisé 1985). Toutes les expériences sont approuvés par le ministère autrichien de l'Education, de la Science et de la Culture.

1. bénéficiaire Préparation

1. Anesthésier l'animal receveur avec une injection intramusculaire de xylazine (5 mg / kg de poids corporel) et de kétamine (100 mg / kg de poids corporel).
2. Retirer tous les poils de la région cervicale latérale de l'animal et frotter le champ opératoire trois fois en utilisant chlorhexdine.
3. Passer la souris dans une position couchée sur le champ opératoire.
4. Ensuite faire une incision de la peau de la jugulaire incision de la mandibule inférieure droite.
5. Par la suite, mobiliser carrément la veine jugulaire externe droite (CPA) et de diviser les branches entre ligatures.
6. Ensuite, divisez la CPA entre ligatures en veillant à laisser suffisamment de longueur pour retourner la souche proximale sur le corps brassard.
7. Ensuite, enlevez le lobe droit de la glande sous-maxillaire.
8. Pour l'anastomose veineuse passer l'extrémité proximale de la CPA par l'intermédiaire du manchon de polyéthylène et le fixer à la poignée de la manchette avec un micro pince.
9. Retirez la ligature à l'extrémité de la cuve, retourner la lumière sur la manchette et le fixer avec un 8-0 boucle de soie (figure 1a).
10. Par la suite transect le muscle sterno droite avec cautérisation bipolaire pour accéder à l'artère carotide commune.
11. Suivant mobiliser l'artère carotide commune et couper le navire entre les ligatures.
12. Suivant mobiliser l'artère carotide commune et couper le navire entre les ligatures.
13. Passez les distal fin de la cuve par la manchette et le fixer avec la pince de l'artère.
14. Retirer la ligature à l'extrémité du récipient et dilater la lumière en utilisant dilatateurs vasculaires. Ensuite, par analogie avec la CPA, retourner la artère sur le brassard et le fixer avec une boucle 8-0 de soie.

2.-Cœur achats

1. Anesthésier la souris donneuse avec une injection intramusculaire de xylazine (5 mg / kg de poids corporel) et de kétamine (100 mg / kg de poids corporel). Ensuite, retirer tous les poils de la région abdominale de l'animal. Frotter le champ opératoire trois fois à l'aide chlorhexdine. Ensuite, placez la souris en position couchée sur le champ opératoire tel que décrit précédemment.
2. Après une incision abdominale médiane, retirer les viscères avec Q-tips à gauche afin d'exposer la veine cave inférieure (VCI).
3. Injecter 400 pi d'une solution à 1: 4 héparine sodium dans la VCI pour héparinisation.
4. Effectuez une thoracotomie et plier la paroi thoracique antérieure sur crânienne à gagner seloness au cœur.
5. Ensuite, retirez le thymus et faire la ventilation des incisions dans la veine cave supérieure gauche et à droite.
6. Par la suite, perfuser le coeur d'une manière rétrograde de 4 ° Celsius solution HTK par cathétérisme de la crosse aortique avec une seringue G 27 au niveau de la branche brachiocéphalique.
7. Ligaturer la veine cave inférieure et supérieure avec 8-0 soie et de les diviser de manière distale pour les ligatures.
8. Suivant diviser la crosse de l'aorte au niveau de la ponction précédente et disséquer libre du tronc pulmonaire et diviser de manière distale dans la mesure du possible.
9. Par la suite, lier les veines pulmonaires avec une ligature en vrac et de les diviser de manière distale pour les ligatures.
10. Enfin, retirez le coeur de la zone donneuse et la stocker dans 4 ° Celsius solution HTK (figure 1b).

3 Implantation

1. Placer la greffe de cœur dans la région du cou du destinataire dans une position à l'envers (figure 1c ).
2. Suivant tirer le tronc pulmonaire du cœur sur la construction veine de manchette du destinataire et le fixer avec une boucle de soie (figure 1d).
3. Effectuez l'anastomose entre l'aorte de la greffe et l'artère retournée de l'animal receveur de la même façon (figure 1e).
4. Par la suite, retirer la pince veineuse en premier, suivi par la pince artérielle. Le cœur est reperfusé et se met à battre dans 1-2 min. Au cours de la reperfusion humidifier le cœur chaud (35 ° C) une solution saline.
5. Enfin fermer la plaie chirurgicale avec 6-0 sutures continues (Figure 1e).

4. Soins postopératoires, Endpoint

1. Donner jusqu'à 0,3 ml ip de solution saline normale après l'opération pour le remplacement des liquides.
2. Placez l'animal sous une lampe chauffante jusqu'à ce que le réveil de l'anesthésie.
3. Une fois réveillé, le réexpédier vers le centre d'hébergement où ils reçoivent de la nourriture et de l'eau ad libitum.
4. Midouleur tienne pas compte pendant les 7 premiers jours postopératoires administrer carprofène (4 mg / kg toutes les sous-cutanée de 12 h (sc). De plus, donner Buprénorphine (0,1 mg / kg) juste après l'opération toutes les 12 heures pendant 5 jours.
5. Obtenir le poids (g) de chaque hebdomadaire animal receveur à évaluer pour l'apport nutritionnel adéquat. S'il existe des preuves de plus de 10-15% de perte de poids par rapport à la masse à la chirurgie jour, l'apathie, paralysant ou un dos très courbé, sacrifier l'animal à l'aide inhalation isoflurane borne avant d'atteindre le point final clinique. Aussi sacrifier l'animal après que le cœur a été rejetée.

Résultats

La figure 2 montre les données de survie représentatives des allogreffes cardiaques provenant de donneurs BALB / c après la transplantation en pleine CMH incompatibles C57BL / 6 destinataires. Les coeurs sont rejetées au jour 7 ± 1 après la transplantation. Palpation de l'allogreffe transplanté est une méthode sensible pour détecter le cours dépend de rejet d'allogreffe de temps. Tous les transplantations cardiaques congénitaux réalisées dans notre série ont survécu indéfiniment (> 150 jours).

Discussion

Rejet des allogreffes vascularisées entraîne une pléthore de différentes étapes qui ne peuvent être insuffisamment évalués en utilisant des modèles in vitro. Les phénomènes tels que la sensibilisation des destinataires, le traitement de l'antigène dans les organes lymphoïdes secondaires, mais aussi la différenciation et la prolifération des cellules immunocompétentes sont mieux caractérisée in vivo. Les modèles animaux sont ainsi l'outil idéal pour la recherche translationnelle ^16. D...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Yasargil Clip Mini Permanent 7 mm	Aesculap	FE720K
Micro vessel clip	S & T	B1 00396 V
Microciseaux	FST	14075-11
Vesseldilatateur	S & T	D-5A.2 00125
Micropince	FST	Dumont 11271- 30
Applicateur à clip	S & T	CAF-4 00072
Clip pour microvaisseau	S & T	B1 00396 V