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Article de méthode

Génération rapide d’amyloïde à partir de protéines natives in vitro

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DOI :

10.3791/50869

⸱

5 décembre 2013

 ,  , 
1Department of Immunology, The University of Texas MD Anderson Cancer Center

Dans cet article

Résumé

Les protéines peuvent soit adopter une structure native, soit se replier en amyloïde insoluble. Les conditions qui favorisent la voie de mauvais repliement conduisent à la formation de différents types de fibrilles amyloïdes. Les méthodes décrites ici permettent une conversion rapide des protéines natives en amyloïde in vitro.

Résumé

Les protéines accomplissent des tâches cruciales dans les organismes en exerçant des fonctions induites à partir de leurs plis tridimensionnels spécifiques. Bien que les structures natives des polypeptides remplissent de nombreuses fonctions, il est maintenant reconnu que la plupart des protéines peuvent adopter un assemblage alternatif d’amyloïde riche en feuillets bêta. Les fibrilles amyloïdes insolubles sont initialement associées à de multiples affections humaines, mais elles sont de plus en plus montrées comme des acteurs fonctionnels participant à divers processus cellulaires importants. De plus, l’amyloïde déposée dans les tissus des patients contient des composants non protéiques, tels que les acides nucléiques et les glycosaminoglycanes (GAG). Ces cofacteurs peuvent faciliter la formation d’amyloïde, ce qui entraîne la génération de différents types de précipités insolubles. En tirant parti de notre compréhension de la façon dont les protéines se replient mal via un stade intermédiaire de précurseur soluble de l’amyloïde, nous avons mis au point une méthode pour convertir les protéines natives en fibrilles amyloïdes in vitro. Cette approche permet de préparer de l’amyloïde en grandes quantités, d’examiner les propriétés de l’amyloïde générée à partir de protéines spécifiques et d’évaluer les changements structurels accompagnant la conversion.

Introduction

Les protéines sont les macromolécules biologiques les plus abondantes présentes dans tous les types de cellules. Ils se présentent dans une grande variété de tailles, de structures et de modifications post-traductionnelles, et remplissent une énorme gamme de fonctions biologiques importantes lorsqu’ils sont dans leurs formes natives. Plus de deux douzaines de polypeptides aberrants ont été impliqués dans de nombreuses conditions pathologiques humaines, telles que la maladie d'Alzheimer, la maladie de Parkinson et le diabète de type 21-4. Les protéines terminales mal repliées s’accumulent sous forme de fibrilles amyloïdes, les agrégats stables insolubles qui se produisent extracellulairement ou intracellulairement.

Malgré l’implication de protéines spécifiques dans certaines maladies, de plus en plus de preuves soutiennent l’idée que tous les polypeptides ont des propriétés intrinsèques qui permettent la transformation de l’amyloïde. Une étude de séquence à l’échelle du génome a identifié l'« amylome », par laquelle les fragments à tendance amyloïde constituent environ 15 % de tous les segments peptidiques codants d’E. coli à l’homme5. En conséquence, un nombre croissant d’amyloïdes fonctionnelles, qui participent à divers processus cellulaires importants, ont été découverts ces dernières années. Par exemple, les bactéries assemblent des amyloïdes pour former des structures de biofilm et de spores qui sont essentielles à leur survie et à leur pathogenèse6-9. Les hormones peptidiques forment des dépôts amyloïdes pendant le stockage dans les granules sécrétoires des mammifères avant d’être libérées, ce qui implique en outre que la forme amyloïde protéique peut remplir des fonctions biologiques bénéfiques6,10,11. De plus, les protéines peuvent également s’assembler en fibrilles amyloïdes pour relayer les signaux cellulaires critiques12,13.

Pendant de nombreuses années, les amyloïdes les plus étudiés sont préparés à partir de peptides individuels associés à des maladies humaines, tels que la bêta-amyloïde ou le peptide prion. Ces peptides n’ont généralement pas de structure bien définie et forment spontanément de l’amyloïde en solution au fil du temps, un processus médié par un intermédiaire partiellement mal replié qui sert de précurseur de l’amyloïde insoluble. Le précurseur de l’amyloïde est également appelé oligomère protéique soluble, qui est rare et instable lorsqu’il est généré à partir de peptides naturels14,15. Cependant, comme décrit précédemment, presque toutes les protéines peuvent en principe adopter la conformation amyloïde dans des conditions appropriées. Nous avons récemment mis au point une méthode pour préparer des oligomères solubles stabilisés de protéines natives, qui forment facilement de l’amyloïde en présence de divers cofacteurs16. Les fibrilles amyloïdes résultantes reflètent la nature complexe des agrégats de dés-repliement des protéines terminales17,18. Ici, nous utilisons le terme amyloïde protéique uniquement pour désigner les fibrilles protéiques sans cofacteurs et l’amyloïde hybride pour les fibrilles contenant des composants non protéiques.

Auparavant, diverses méthodes ont été développées pour générer de l’amyloïde in vitro en appliquant des conditions connues pour favoriser le mauvais repliement des protéines, telles qu’une température élevée, un environnement hydrophobe et des variationsde pH de 19 à 23. Cependant, ils s’associent à divers problèmes, tels qu’une faible efficacité, un pliage réversible, de grandes variations de lots ou une cinétique lente. L’approche décrite ici est reproductible, facile à mettre à l’échelle et permet de contrôler avec précision le moment et l’état de la conversion amyloïde.

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Protocole

1. Préparer le tampon MES

  1. Utilisez un tampon MES (0,1 M d’acide 2-(N-morpholino)éthanesulfonique et 0,9 M de NaCl) pour préparer à la fois des oligomères amyloïdes protéiques uniquement protéiques et des oligomères de protéines solubles stabilisées. Peser 1,95 g de MES et 5,27 g de NaCl. Ajouter H2O et ajuster le pH à 4,7. Porter le volume final à 100 ml. Conserver à 4º C jusqu’à 6 mois.

2. Préparer de l’amyloïde uniquement protéique directement à partir de protéines natives

  1. Peser la protéine de votre choix (toute protéine native ou peptide) et la reconstituer à 10 mg/ml dans un tampon MES.
  2. Incuber à 65 ºC dans un bain d’eau pendant 4 heures. À la fin de la période, un précipité blanc est visible en solution.
  3. Neutraliser l’échantillon avec 10 % (v/v) de Tris-HCl (1 M, pH 10,5).
  4. Dialysez la protéine dans une cassette de dialyse pendant la nuit pour l’échanger vers le tampon souhaité pour une analyse plus approfondie.
  5. Un échantillon témoin de protéines natives peut être préparé en suivant les étapes 2.1, 2.3 et 2.4 sans précipitation de chaleur (étape 2.2).

3. Préparer de l’amyloïde hybride à partir d’oligomères solubles stabilisés de protéines natives

  1. Préparer des oligomères protéiques solubles stabilisés
    1. Peser la protéine de votre choix et la reconstituer à 10 mg/ml dans un tampon MES. Laisser à température ambiante pendant 15 min.
    2. Peser le chlorhydrate de 1-éthyl-3-[3-diméthylaminopropyl]carbodiimide (EDC) et préparer une nouvelle dose de 20 mg/ml dans un tampon MES.
    3. Mélanger les solutions de protéines et d’EDC dans un rapport de 2:5 (v/v), soit 2 mg de protéines pour 10 mg d’EDC.
    4. Incuber à température ambiante pendant 2 heures.
    5. Neutraliser l’échantillon avec 10 % (v/v) de Tris-HCl (1 M, pH 10,5).
    6. Dialysez la protéine dans une cassette de dialyse pendant la nuit pour l’échanger vers le tampon souhaité pour une analyse plus approfondie.
    7. Conservez l’oligomère protéique soluble stabilisé à 4 ºC jusqu’à 4 semaines.
  2. Préparez des amyloïdes hybrides à partir d’oligomères de protéines solubles stabilisés.
    1. Pour préparer de l’amyloïde contenant de l’ADN, mélangez l’ADN et l’oligomère protéique soluble stabilisé dans un rapport de 1:1 (p/p). Laisser à 4 ºC pendant au moins 2 heures. Pendant cette période, un précipité insoluble est visible en solution lorsque la concentration initiale en protéines est de 0,5 mg/ml ou plus.
    2. Pour préparer l’amyloïde contenant de l’ARN, mélangez l’ARN et l’oligomère protéique soluble stabilisé dans un rapport de 1:1 (p/p). Laisser à 4 ºC pendant au moins 2 heures. Pendant cette période, un précipité insoluble est visible en solution lorsque la concentration initiale en protéines est de 0,5 mg/ml ou plus.
    3. Pour préparer de l’amyloïde contenant de l’héparine, mélangez de l’héparine et un oligomère protéique soluble stabilisé dans un rapport de 1:1 (p/p). Laisser à 4 ºC pendant au moins 2 heures. Pendant cette période, un précipité insoluble est visible en solution lorsque la concentration initiale en protéines est de 0,5 mg/ml ou plus.

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Résultats

La capacité de convertir directement des protéines natives en amyloïde repose sur le changement de conformation induit à haute température dans le tampon MES. La précipitation dans la solution constitue un bon indicateur d'agrégation protéique et éventuellement de formation d'amyloïde. En revanche, afin de stabiliser les oligomères protéiques solubles, l'EDC est utilisé pour réticuler les protéines et fixer la conformation oligomérique induite dans le tampon MES. En conséquence, les oligomères protéiques stabilisés sont ...

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Discussion

La méthode décrite ici offre un moyen rapide et flexible de préparer des fibrilles amyloïdes in vitro à partir de pratiquement n’importe quelle protéine ou peptide de votre choix. Plusieurs types différents d’amyloïde peuvent être préparés de manière fiable - des fibrilles uniquement protéiques ou des agrégats hybrides contenant de l’ADN, de l’ARN ou des glycosaminoglycanes. Les procédures sont simples, directes et ne nécessitent pas de formation technique avancée. L’amyloïde préparée par cette méthode est assez...

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Déclarations de divulgation

Nous n’avons rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail est soutenu par des subventions accordées à W.C. par les National Institutes of Health Grant AI074809 et le programme de subventions de recherche institutionnelle M. D. Anderson Cancer Center de l’Université du Texas.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Acide 2-(N-morpholino)éthanesulfonique (MES)Sigma-AldrichM8250
NaClFisherBP358-10
Chlorhydrate de carbodiimide 1-éthyl-3-[3-diméthyl-aminopropyl] (EDC)Thermo/Pierce22980
ADN de sperme de saumonSigmaD1626
ARN de levure torulaSigmaR6625
Héparine de la muqueuse intestinale porcineSigmaH3149
Base TrisFisherBP152-1
Équipement :
Bain-marieFisher ScienceIsotemp 210
Slide-A-Lyzer cassette de dialyseThermo/Pierce66380

Références

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